摘要 | 第3-4页 |
Abstract | 第4页 |
第一章 研究背景 | 第10-30页 |
1.1 组织工程与组织工程血管化的重要性 | 第10-13页 |
1.1.1 组织工程概述 | 第10-12页 |
1.1.2 组织工程血管化的重要性 | 第12-13页 |
1.2 组织工程血管化方法 | 第13-27页 |
1.2.1 预血管化法 | 第13-15页 |
1.2.2 支架设计法 | 第15-17页 |
1.2.3 生长因子法 | 第17-18页 |
1.2.4 细胞-细胞相互作用方法 | 第18-21页 |
1.2.5 材料-细胞相互作用方法 | 第21-26页 |
1.2.6 组织工程促血管化方法总结与展望 | 第26-27页 |
1.3 课题的提出、主要研究内容及创新点 | 第27-30页 |
1.3.1 课题的提出 | 第27-28页 |
1.3.2 本论文的主要研究内容 | 第28-29页 |
1.3.3 创新点 | 第29-30页 |
第二章 诱导血管化的铜离子浓度筛选 | 第30-41页 |
2.1 材料 | 第30-31页 |
2.1.1 实验原料与试剂 | 第30-31页 |
2.1.2 实验仪器 | 第31页 |
2.1.3 实验细胞 | 第31页 |
2.2 配置梯度铜离子浓度的培养基 | 第31-32页 |
2.3 梯度铜离子浓度的培养基HUVEC细胞实验方法 | 第32-35页 |
2.3.1 人脐静脉内皮细胞HUVEC的培养 | 第32-33页 |
2.3.2 CCK-8 表征HUVEC增殖 | 第33页 |
2.3.3 结晶紫染色与Live-Died染色观察单独HUVEC血管化 | 第33页 |
2.3.4 RT-PCR定量聚合酶连锁反应 | 第33-35页 |
2.4 结果与讨论 | 第35-38页 |
2.4.1 Cu~(2+)浓度对HUVEC细胞生长形态的影响 | 第35-36页 |
2.4.2 Cu~(2+)浓度对HUVEC细胞增殖的影响 | 第36-37页 |
2.4.3 微量Cu~(2+)对单独HUVEC血管化的影响 | 第37-38页 |
2.4.4 微量Cu~(2+)对血管化基因VEGF表达的影响 | 第38页 |
2.5 结果分析与讨论 | 第38-39页 |
2.6 本章小结 | 第39-41页 |
第三章 掺铜硅酸钙Cu-CaSiO_3生物陶瓷的制备 | 第41-58页 |
3.1 材料 | 第41-43页 |
3.1.1 实验原料与试剂 | 第41-42页 |
3.1.2 实验仪器 | 第42页 |
3.1.3 实验细胞 | 第42-43页 |
3.2 掺铜硅酸钙Cu-CaSiO_3生物陶瓷的制备与表征 | 第43页 |
3.3 Cu-CaSiO_3生物陶瓷浸提液的制备及其离子浓度的测定 | 第43-44页 |
3.4 细胞实验方法 | 第44-47页 |
3.4.1 HUVEC细胞和HDF细胞的培养 | 第44页 |
3.4.2 HUVEC细胞增殖实验 | 第44页 |
3.4.3 体外ECMatrixTM血管化实验 | 第44-45页 |
3.4.4 HDF-HUVEC细胞直接接触共培养 | 第45页 |
3.4.5 vWF免疫荧光染色 | 第45页 |
3.4.6 分离HUVEC-HDF共培养细胞 | 第45-46页 |
3.4.7 定量聚合酶连锁反应 | 第46-47页 |
3.4.8 蛋白提取及酶联免疫吸附试验 | 第47页 |
3.4.9 统计分析 | 第47页 |
3.5 结果与讨论 | 第47-57页 |
3.5.1 Cu-CS生物陶瓷粉体的表征 | 第47-48页 |
3.5.2 Cu-CS生物陶瓷离子浸提液对HUVEC增殖的影响 | 第48-49页 |
3.5.3 Cu-CS离子浸提液对ECMatrixTM上HUVEC血管化的影响 | 第49-50页 |
3.5.4 Cu-CS离子浸提液对HUVEC-HDF直接共培养体系血管化的影响 | 第50-51页 |
3.5.5 Cu-CS离子浸提液对血管化基因VEGF, KDR和HIF-1α 表达的影响 | 第51-53页 |
3.5.6 Cu-CS和CS离子浸提液的离子浓度测定 | 第53-54页 |
3.5.7 结果分析与讨论 | 第54-57页 |
3.6 本章小结 | 第57-58页 |
第四章 全文总结与展望 | 第58-60页 |
4.1 全文总结 | 第58-59页 |
4.2 展望 | 第59-60页 |
参考文献 | 第60-74页 |
附录1中英文缩写字母表 | 第74-75页 |
致谢 | 第75-76页 |
攻读硕士学位期间已发表或录用的论文 | 第76-77页 |
攻读硕士学位期间参与的科研项目 | 第77-79页 |