| 摘要 | 第10-11页 |
| Abstract | 第11-12页 |
| 前言 | 第13-36页 |
| 一. 肥胖简介 | 第13-18页 |
| 1.1 肥胖概述 | 第13-14页 |
| 1.2 肥胖定义、分类和分级 | 第14页 |
| 1.3 肥胖的发病机制 | 第14-16页 |
| 1.4 肥胖的治疗 | 第16-18页 |
| 1.4.1 饮食控制疗法 | 第16页 |
| 1.4.2 减肥手术疗法 | 第16-17页 |
| 1.4.3 药物疗法 | 第17-18页 |
| 二. CB1R简介 | 第18-34页 |
| 2.1 CB1R的结构和分布 | 第18-20页 |
| 2.2 CB1R配体的来源及分类 | 第20-21页 |
| 2.3 CB1R的信号传导通路 | 第21-28页 |
| 2.3.1 抑制cAMP的产生 | 第21-22页 |
| 2.3.2 调节离子通道 | 第22-23页 |
| 2.3.3 激活G_(q/11)蛋白 | 第23页 |
| 2.3.4 激活MAPK | 第23-25页 |
| 2.3.5 组成性激活与基础激活 | 第25页 |
| 2.3.6 CB1R的二聚化和寡聚化 | 第25-28页 |
| 2.4 CB1R的生理功能 | 第28-34页 |
| 2.4.1 CB1R与能量代谢 | 第28-33页 |
| 2.4.2 CB1R与肝脏疾病 | 第33-34页 |
| 2.4.3 CB1R与心血管系统 | 第34页 |
| 2.4.4 CB1R与睡眠 | 第34页 |
| 2.4.5 CB1R与疼痛 | 第34页 |
| 三. 立题依据 | 第34-36页 |
| 第一章 新型CB1R拮抗剂筛选及体内、体外活性研究 | 第36-76页 |
| 一. 实验材料 | 第37-40页 |
| 1.1 实验细胞及质粒 | 第37页 |
| 1.2 实验动物 | 第37页 |
| 1.3 药品与试剂 | 第37-39页 |
| 1.4 主要仪器 | 第39-40页 |
| 二. 实验方法 | 第40-48页 |
| 2.1 验证CB1、HACB2和Gα16质粒在CHO细胞中的表达 | 第40-43页 |
| 2.1.1 提取细胞RNA逆转录方法验证CB1质粒在CHO细胞中表达 | 第40-42页 |
| 2.1.2 HA染色验证HACB2质粒在CHO细胞中表达 | 第42页 |
| 2.1.3 钙流实验验证Gα16质粒与CB1或HACB2质粒共表达于CHO细胞 | 第42-43页 |
| 2.2 全新CB1R拮抗剂获得及对CB1R下游ERK通路的影响 | 第43-45页 |
| 2.2.1 功能性钙流实验进行CB1R特异性拮抗剂筛选 | 第43页 |
| 2.2.2 全细胞结合实验验证化合物为CB1R特异性配体 | 第43-44页 |
| 2.2.3 利用Western Blot方法经ERK磷酸化实验验证化合物的拮抗活性 | 第44-45页 |
| 2.3 SJK-MT-13、SJK-MT-13R及SJK-MT-13S等8个化合物的体内代谢实验 | 第45-47页 |
| 2.3.1 测定SJK-MT-12、SJK-MT-13及其各自对映体在大鼠体内的药物动力学性质及脑组织分布特征 | 第45-46页 |
| 2.3.2 测定SJK-LM-83及SJK-LM-90在小鼠体内的药物动力学性质及脑组织分布特征 | 第46-47页 |
| 2.4 SJK-MT-13R与13S对DIO小鼠的抗肥胖作用 | 第47-48页 |
| 2.4.1 高脂饮食诱导小鼠模型制作时体重变化 | 第47页 |
| 2.4.2 DIO小鼠给药后体重变化 | 第47页 |
| 2.3.3 DIO小鼠给药后内脏脂肪重量变化 | 第47-48页 |
| 三. 统计方法 | 第48页 |
| 四. 实验结果 | 第48-69页 |
| 4.1 验证CB1、HACB2和Gα16质粒在CHO细胞中的表达 | 第48-50页 |
| 4.1.1 提取细胞RNA逆转录方法验证CB1质粒在CHO细胞中表达 | 第48-49页 |
| 4.1.2 HA染色验证HACB2质粒在CHO细胞中表达 | 第49页 |
| 4.1.3 钙流实验验证Gα16质粒与CB1或HACB2质粒共表达于CHO细胞 | 第49-50页 |
| 4.2 全新CB1R拮抗剂获得及对CB1R下游ERK通路的影响 | 第50-62页 |
| 4.2.1 功能性钙流实验进行CB1R特异性拮抗剂筛选 | 第50-54页 |
| 4.2.2 全细胞结合实验验证化合物为CB1R特异性配体 | 第54-59页 |
| 4.2.3 利用Western Blot方法经ERK磷酸化实验验证化合物的拮抗活性 | 第59-62页 |
| 4.3 SJK-MT-13、SJK-MT-13R及SJK-MT-13S等8个化合物体内代谢实验 | 第62-67页 |
| 4.3.1 测定SJK-MT-12、SJK-MT-13及其各自对映体在大鼠体内的药物动力学性质及脑组织分布特征 | 第62-65页 |
| 4.3.2 测定SJK-LM-83及SJK-LM-90在小鼠体内的药物动力学性质及脑组织分布特征 | 第65-67页 |
| 4.4 SJK-MT-13R与13S对DIO小鼠的抗肥胖作用 | 第67-69页 |
| 4.4.1 高脂饮食诱导小鼠模型的制作时体重变化 | 第67-68页 |
| 4.4.2 DIO小鼠给药后体重变化 | 第68-69页 |
| 4.4.3 DIO小鼠给药后内脏脂肪重量变化 | 第69页 |
| 五. 讨论 | 第69-74页 |
| 5.1 验证CB1、HACB2和Gα16质粒在CHO细胞中的表达 | 第69-70页 |
| 5.2 全新CB1R拮抗剂获得及对CB1R下游ERK通路的影响 | 第70-73页 |
| 5.3 SJK-MT-12、12R、12S、13、13R、13S,SJK-LM-83及90的体内代谢实验 | 第73-74页 |
| 5.4 SJK-MT-13R与13S对DIO小鼠的抗肥胖作用 | 第74页 |
| 六. 小结 | 第74-76页 |
| 第二章 CB1R二聚化实验 | 第76-91页 |
| 一. 实验材料 | 第77-78页 |
| 1.1 实验细胞及质粒 | 第77页 |
| 1.2 药品与试剂 | 第77-78页 |
| 1.3 主要仪器 | 第78页 |
| 二. 实验方法 | 第78-81页 |
| 2.1 建立HEK293-SNAPCB1细胞系 | 第78-79页 |
| 2.1.1 染色实验检测HEK293-SNAPCB1瞬转细胞中SNAPCB1质粒表达 | 第79页 |
| 2.1.2 染色实验检测HEK293-SNAPCB1细胞混合克隆的SNAPCB1质粒表达 | 第79页 |
| 2.1.3 染色实验检测HEK293-SNAPCB1细胞单克隆中SNAPCB1质粒表达 | 第79页 |
| 2.2 建立HEK293-SNAPCB1-Gα16细胞系 | 第79-80页 |
| 2.2.1 HEK293-SNAPCB1-Gα16瞬转细胞钙流实验检测质粒表达 | 第79页 |
| 2.2.2 HEK293-SNAPCB1-Gα1细胞混合克隆流实验检测质粒表达 | 第79-80页 |
| 2.2.3 HEK293-SNAPCB1-Gα1细胞单克隆流实验检测质粒表达 | 第80页 |
| 2.3 CB1R二聚化实验 | 第80-81页 |
| 2.3.1 建立CB1R二聚化实验体系验证CB1R二聚体的存在并优化实验条件 | 第80-81页 |
| 2.3.2 已报道CB1R配体对CB1R二聚化的影响 | 第81页 |
| 三. 实验结果 | 第81-87页 |
| 3.1 建立HEK293-SNAPCB1细胞系 | 第81-83页 |
| 3.1.1 染色实验检测HEK293-SNAPCB1瞬转细胞中SNAPCB1质粒表达 | 第81-82页 |
| 3.1.2 染色实验检测HEK293-SNAPCB1细胞混合克隆的SNAPCB1质粒表达 | 第82页 |
| 3.1.3 染色实验检测HEK293-SNAPCB1细胞单克隆中SNAPCB1质粒表达 | 第82-83页 |
| 3.2 建立HEK293-SNAPCB1-Gα16细胞系 | 第83-85页 |
| 3.2.1 HEK293-SNAPCB1-Gα16瞬转细胞钙流实验检测质粒表达 | 第83-84页 |
| 3.2.2 HEK293-SNAPCB1-Gα1细胞混合克隆流实验检测质粒表达 | 第84页 |
| 3.2.3 HEK293-SNAPCB1-Gα1细胞单克隆流实验检测质粒表达 | 第84-85页 |
| 3.3 CB1R二聚化实验 | 第85-87页 |
| 3.3.1 建立实验体系验证CB1R二聚体的存在并优化实验条件 | 第85-86页 |
| 3.3.2 已报道CB1R配体对CB1R二聚化的影响 | 第86-87页 |
| 四. 讨论 | 第87-90页 |
| 五. 小结 | 第90-91页 |
| 全文结论 | 第91-92页 |
| 参考文献 | 第92-100页 |
| 缩略词表 | 第100-102页 |
| 已发表文章及申请专利 | 第102-103页 |
| 致谢 | 第103-104页 |
| 附件 | 第104页 |
