| 缩略语表 | 第6-8页 |
| 中文摘要 | 第8-12页 |
| ABSTRACT | 第12-15页 |
| 前言 | 第16-17页 |
| 文献回顾 | 第17-44页 |
| 一、缺血性脑卒中研究现状 | 第17-29页 |
| 1、脑卒中流行病学及分类 | 第17-18页 |
| 2、缺血性脑卒中 | 第18-20页 |
| 3、缺血再灌注损伤 | 第20-29页 |
| （1）脑缺血再灌注损伤的致伤机制 | 第20-25页 |
| （2）缺血再灌注损伤干预研究现状 | 第25-29页 |
| 二、容量性钙内流与神经系统疾病 | 第29-35页 |
| 1、容量性钙内流 | 第30-32页 |
| 2、容量性钙内流与神经元生理功能调节 | 第32-33页 |
| 3、容量性钙内流与神经系统疾病 | 第33-35页 |
| 三、自噬、钙信号与急性神经系统损伤 | 第35-44页 |
| 1、自噬调节 | 第36-38页 |
| 2、钙与自噬 | 第38-41页 |
| （1）钙离子是细胞自噬的启动机制 | 第38-39页 |
| （2）钙信号抑制细胞自噬 | 第39-40页 |
| （3）容量性钙内流与细胞自噬 | 第40-41页 |
| 3、自噬与急性神经系统损伤 | 第41-44页 |
| （1）自噬与兴奋性毒性 | 第41页 |
| （2）自噬与急性神经毒性反应 | 第41-42页 |
| （3）自噬与脑外伤 | 第42-43页 |
| （4）自噬与脑卒中 | 第43-44页 |
| 第一部分 容量性钙内流在脑缺血再灌注损伤中的作用 | 第44-66页 |
| 1 材料 | 第45-48页 |
| 1.1 实验动物 | 第45页 |
| 1.2 实验试剂及材料 | 第45-46页 |
| 1.3 PCR引物序列 | 第46-47页 |
| 1.4 实验设备 | 第47-48页 |
| 2 方法 | 第48-54页 |
| 2.1 原代海马神经元分离与培养 | 第48页 |
| 2.2 OGD/Rep.模型制作 | 第48-49页 |
| 2.3 神经元蛋白提取及样品制备 | 第49页 |
| 2.4 神经元RNA提取及实时定量PCR（RT-qPCR） | 第49-50页 |
| 2.5 神经元毒性检测 | 第50-51页 |
| 2.6 神经元凋亡染色（TUNEL染色） | 第51页 |
| 2.7 免疫蛋白印迹（Western blotting，WB） | 第51-52页 |
| 2.8 质粒转染 | 第52页 |
| 2.9 细胞内钙成像 | 第52-53页 |
| 2.10 慢病毒转染 | 第53-54页 |
| 2.11 统计与分析 | 第54页 |
| 3 结果 | 第54-64页 |
| 3.1、神经元氧糖剥夺再灌注（OGD/Rep.）模型建立及验证 | 第54-57页 |
| 3.2、神经元OGD/Rep.处理后CCE主要构成分子时空表达变化 | 第57-60页 |
| 3.3、神经元OGD/Rep.处理后细胞内钙水平及CCE改变 | 第60-61页 |
| 3.4、抑制CCE对OGD/Rep.介导的神经元损伤的作用 | 第61-64页 |
| 4 讨论 | 第64-66页 |
| 第二部分 抑制容量性钙内流介导的神经保护作用的具体机制研究 | 第66-83页 |
| 1 材料 | 第66-68页 |
| 1.1 实验动物 | 第66页 |
| 1.2 实验试剂 | 第66-67页 |
| 1.3 实验设备 | 第67-68页 |
| 2 方法 | 第68-69页 |
| 2.1 原代海马神经元分离与培养 | 第68页 |
| 2.2 海马神经元OGD/Rep.模型制作 | 第68页 |
| 2.3 神经元蛋白提取及样品制备 | 第68页 |
| 2.4 神经元RNA提取及样品制备 | 第68页 |
| 2.5 神经元毒性检测 | 第68页 |
| 2.6 免疫蛋白印迹（WB） | 第68页 |
| 2.7 细胞自噬水平荧光检测 | 第68-69页 |
| 2.8 统计与分析 | 第69页 |
| 3 结果 | 第69-80页 |
| 3.1 神经元OGD/Rep.损伤后自噬流改变 | 第69-73页 |
| 3.2 调节自噬水平对神经元OGD/Rep.损伤的影响 | 第73-74页 |
| 3.3 抑制CCE对OGD/Rep.引起的自噬流的影响 | 第74-77页 |
| 3.4 抑制CCE对Ca~(2+)-CaMKII-m TOR通路的影响 | 第77-79页 |
| 3.5 CaMKII-mTOR信号在CCE抑制介导的神经保护中的作用 | 第79-80页 |
| 4 讨论 | 第80-83页 |
| 第三部分 HOMER1A与容量性钙内流间相互作用关系研究 | 第83-103页 |
| 1 材料 | 第84-85页 |
| 1.1 实验细胞 | 第84页 |
| 1.2 实验试剂 | 第84-85页 |
| 1.3 实验设备 | 第85页 |
| 2 方法 | 第85-88页 |
| 2.1 细胞复苏、培养与传代 | 第85-86页 |
| 2.2 氧化应激造模 | 第86页 |
| 2.3 蛋白提取及样品制备 | 第86页 |
| 2.4 细胞活力及毒性检测 | 第86页 |
| 2.5 线粒体氧化应激水平检测 | 第86页 |
| 2.6 STIM1、Orai1空间分布检测 | 第86-87页 |
| 2.7 免疫荧光染色 | 第87页 |
| 2.8 免疫共沉淀 | 第87页 |
| 2.9 质粒构建及慢病毒包装 | 第87-88页 |
| 2.10细胞钙成像 | 第88页 |
| 2.11 统计与分析 | 第88页 |
| 3 结果 | 第88-100页 |
| 3.1 氧化应激损伤造模 | 第88-89页 |
| 3.2 氧化应激损伤后，CCE主要构成分子时空变化 | 第89-91页 |
| 3.3 抑制CCE对谷氨酸诱导的氧化应激损伤的影响 | 第91-94页 |
| 3.4 氧化应激损伤后，Homer蛋白水平改变 | 第94页 |
| 3.5 调控Homer1a蛋白水平对氧化应激损伤的影响 | 第94-96页 |
| 3.6 调控Homer1a蛋白水平对氧化应激介导的钙超载及线粒体氧化水平的影响 | 第96-98页 |
| 3.7 调控Homer1a蛋白水平对CCE所介导的钙内流的影响 | 第98-99页 |
| 3.8 调控Homer1a蛋白水平对STIM1-Orai1蛋白复合体形成的影响 | 第99-100页 |
| 4 讨论 | 第100-103页 |
| 小结 | 第103-105页 |
| 参考文献 | 第105-121页 |
| 个人简历和研究成果 | 第121-124页 |
| 致谢 | 第124页 |
