| 摘要 | 第6-7页 |
| Abstract | 第7-8页 |
| 第一章 引言 | 第12-19页 |
| 1 稻瘟菌CYP51概述 | 第12-16页 |
| 1.1 稻瘟菌及其防治 | 第12-13页 |
| 1.2 CYP51及其催化活性 | 第13页 |
| 1.3 DMIs抑菌机制及其研究现状 | 第13-14页 |
| 1.4 CYP51及MG-CYP51研究现状 | 第14-16页 |
| 2 同源模建和分子对接 | 第16-17页 |
| 2.1 同源模建 | 第16页 |
| 2.2 分子对接 | 第16-17页 |
| 3 结合光谱法原理及分析方法 | 第17页 |
| 4 本文的研究目的及意义 | 第17-19页 |
| 第二章 稻瘟菌CYP51不同亚型的同源模建及与烯唑醇对接模型的比较 | 第19-27页 |
| 1 材料和方法 | 第19页 |
| 1.1 序列比对 | 第19页 |
| 1.2 同源模建 | 第19页 |
| 1.3 分子对接 | 第19页 |
| 2 结果 | 第19-25页 |
| 2.1 MG-CYP51不同亚型序列对比 | 第19-21页 |
| 2.2 MG-CYP51三维结构的评价及总体特征 | 第21-23页 |
| 2.3 结合模式的比较 | 第23-25页 |
| 3 讨论 | 第25-27页 |
| 第三章 稻瘟菌CYP51突变体构建及其与杀菌剂结合特点分析 | 第27-56页 |
| 1 实验材料 | 第27-28页 |
| 1.1 菌种与质粒 | 第27页 |
| 1.2 药物及试剂 | 第27-28页 |
| 1.3 实验仪器 | 第28页 |
| 2 实验方法 | 第28-33页 |
| 2.1 多序列对比分析选择突变位点 | 第28页 |
| 2.2 碱裂解法小量提取质粒 | 第28-29页 |
| 2.3 大肠杆菌电击转化感受态的制备 | 第29页 |
| 2.4 电击转化 | 第29页 |
| 2.5 大肠杆菌热激转化感受态的制备 | 第29-30页 |
| 2.6 热激转化 | 第30页 |
| 2.7 MG-CYP51突变体构建 | 第30-31页 |
| 2.9 MG-CYP51及其突变体在大肠杆菌中的诱导表达 | 第31页 |
| 2.10 表达产物的SDS-PAGE分析 | 第31-32页 |
| 2.11 MG-CYP51原核表达条件的优化 | 第32页 |
| 2.12 MG-CYP51重组蛋白的制备 | 第32页 |
| 2.13 CO差光谱测定CYP51含量及活性 | 第32页 |
| 2.14 蛋白浓度的测定 | 第32页 |
| 2.15 MG-CYP51及其突变体重组蛋白与抑制剂的结合光谱分析 | 第32-33页 |
| 3 结果 | 第33-54页 |
| 3.0 MG-CYP51突变位点选择及突变体设计 | 第33-37页 |
| 3.1 稻瘟病菌突变位点构建 | 第37-40页 |
| 3.2 模板质粒的酶切鉴定 | 第40页 |
| 3.3 突变体构建及重组表达菌株构建 | 第40-44页 |
| 3.4 野生型MG-CYP51(-36aa)表达条件优化 | 第44-46页 |
| 3.5 野生型MG-CYP51重组蛋白性质研究 | 第46-48页 |
| 3.6 野生型MG-CYP51重组蛋白与抑制剂结合光谱分析 | 第48-49页 |
| 3.7 MG-CYP51突变重组蛋白与抑制剂的结合光谱分析 | 第49-54页 |
| 4 讨论 | 第54-56页 |
| 第四章 稻瘟菌DMIS先导化合物的筛选 | 第56-61页 |
| 1 实验材料 | 第56页 |
| 2 实验方法 | 第56-57页 |
| 2.1 药物对稻瘟菌的生长抑制 | 第56-57页 |
| 2.2 化合物120h-EC_(50)测定 | 第57页 |
| 2.3 MG-CYP51重组蛋白的制备 | 第57页 |
| 2.4 药物与靶酶结合光谱分析 | 第57页 |
| 3 结果 | 第57-60页 |
| 3.1 药物对稻瘟菌的生长抑制 | 第57-59页 |
| 3.2 药物与MG-CYP51重组蛋白结合光谱分析 | 第59-60页 |
| 4 讨论 | 第60-61页 |
| 参考文献 | 第61-66页 |
| 攻读学位期间发表的学术论文 | 第66-67页 |
| 致谢 | 第67-68页 |
