| 摘要 | 第6-8页 |
| Abstract | 第8-9页 |
| 英文缩略表 | 第14-15页 |
| 第一章 绪论 | 第15-33页 |
| 1.1 蓝舌病病毒研究进展 | 第15-20页 |
| 1.1.1 蓝舌病概述 | 第15-16页 |
| 1.1.2 BTV结构特征和基因产物功能 | 第16-19页 |
| 1.1.3 BTV的复制过程及致病机制 | 第19-20页 |
| 1.1.4 BTV-媒介-宿主的相互作用研究 | 第20页 |
| 1.2 细胞自噬研究进展 | 第20-32页 |
| 1.2.1 自噬的概述及发生过程 | 第20-23页 |
| 1.2.2 细胞自噬的检测方法 | 第23-26页 |
| 1.2.3 自噬与病毒感染 | 第26-28页 |
| 1.2.4 自噬的信号转导调控 | 第28-32页 |
| 1.3 研究的目的和意义 | 第32-33页 |
| 第二章 蓝舌病病毒感染诱导细胞自噬的产生 | 第33-43页 |
| 2.1 材料 | 第33-34页 |
| 2.1.1 病毒、细胞和质粒 | 第33页 |
| 2.1.2 主要试剂 | 第33页 |
| 2.1.3 主要仪器 | 第33-34页 |
| 2.2 方法 | 第34-38页 |
| 2.2.1 pEGFP-LC3真核表达质粒的构建 | 第34-35页 |
| 2.2.2 病毒感染与药物处理 | 第35页 |
| 2.2.3 质粒转染 | 第35页 |
| 2.2.4 透射电镜观察自噬小体的产生 | 第35-36页 |
| 2.2.5 激光共聚焦观察自噬小体的形成 | 第36页 |
| 2.2.6 Western Blot检测LC3的转化 | 第36-37页 |
| 2.2.7 统计分析 | 第37-38页 |
| 2.3 结果 | 第38-41页 |
| 2.3.1 BTV1感染BSR细胞后自噬小体的形成 | 第38页 |
| 2.3.2 BTV1感染BSR细胞后诱导GFP-LC3荧光聚点的形成 | 第38-39页 |
| 2.3.3 BTV1感染BSR细胞后LC3蛋白的转化 | 第39-40页 |
| 2.3.4 BTV1诱导原代羊舌细胞产生细胞自噬的鉴定 | 第40-41页 |
| 2.4 讨论 | 第41-43页 |
| 第三章 蓝舌病病毒感染诱导自噬潮的形成 | 第43-48页 |
| 3.1 材料 | 第43页 |
| 3.1.1 病毒、细胞和质粒 | 第43页 |
| 3.1.2 主要试剂 | 第43页 |
| 3.1.3 主要仪器 | 第43页 |
| 3.2 方法 | 第43-44页 |
| 3.2.1 Western Blot检测自噬底物的降解 | 第43页 |
| 3.2.2 LC3-II周转实验 | 第43-44页 |
| 3.2.3 LysoTracker和LC3共定位分析 | 第44页 |
| 3.2.4 统计分析 | 第44页 |
| 3.3 结果 | 第44-47页 |
| 3.3.1 BTV1感染BSR细胞引起自噬底物p62的降解 | 第44-45页 |
| 3.3.2 BTV1感染BSR细胞LC3-II周转分析 | 第45-46页 |
| 3.3.3 BTV1感染BSR细胞引起LysoTracker和LC3共定位 | 第46-47页 |
| 3.4 讨论 | 第47-48页 |
| 第四章 细胞自噬对蓝舌病病毒复制的影响 | 第48-58页 |
| 4.1 材料 | 第48页 |
| 4.1.1 病毒和细胞 | 第48页 |
| 4.1.2 主要试剂 | 第48页 |
| 4.1.3 主要仪器 | 第48页 |
| 4.2 方法 | 第48-51页 |
| 4.2.1 BTV1紫外灭活实验 | 第48-49页 |
| 4.2.2 病毒感染与药物处理 | 第49页 |
| 4.2.3 RNA干扰 | 第49页 |
| 4.2.4 Western Blot分析药物或干扰的效果 | 第49-50页 |
| 4.2.5 病毒滴度测定 | 第50页 |
| 4.2.6 WST-1 细胞活性实验 | 第50页 |
| 4.2.7 统计分析 | 第50-51页 |
| 4.3 结果 | 第51-56页 |
| 4.3.1 细胞自噬的产生依赖于BTV1的有效复制过程 | 第51-52页 |
| 4.3.2 早期自噬抑制剂 3-MA抑制病毒的增殖 | 第52-53页 |
| 4.3.3 晚期自噬抑制剂CQ抑制病毒的增殖 | 第53-54页 |
| 4.3.4 干扰自噬相关基因Beclin 1 降低病毒的复制 | 第54-55页 |
| 4.3.5 自噬激活剂Rapamycin处理增强病毒的复制 | 第55-56页 |
| 4.3.6 药物处理或RNA干扰不影响细胞活性 | 第56页 |
| 4.4 讨论 | 第56-58页 |
| 第五章 BTV1诱导细胞自噬启动的机制研究 | 第58-80页 |
| 5.1 材料 | 第58-59页 |
| 5.1.1 病毒、细胞和质粒 | 第58页 |
| 5.1.2 主要试剂 | 第58页 |
| 5.1.3 主要仪器 | 第58-59页 |
| 5.2 方法 | 第59-63页 |
| 5.2.1 病毒感染与药物处理 | 第59页 |
| 5.2.2 Akt系列质粒的构建 | 第59-62页 |
| 5.2.3 质粒或siRNA转染 | 第62页 |
| 5.2.4 Western Blot分析相关分子的表达变化 | 第62页 |
| 5.2.5 激光共聚焦观察GFP-LC3荧光聚点的变化 | 第62页 |
| 5.2.6 流式细胞术检测胞内钙离子浓度的变化 | 第62-63页 |
| 5.2.7 病毒滴度的测定 | 第63页 |
| 5.2.8 WST-1 细胞活性的检测 | 第63页 |
| 5.2.9 统计分析 | 第63页 |
| 5.3 结果 | 第63-77页 |
| 5.3.1 BTV1通过mTOR途径诱导细胞自噬 | 第63-65页 |
| 5.3.2 BTV1诱导BSR细胞自噬不依赖于ERK1/2-mTOR通路 | 第65-66页 |
| 5.3.3 BTV1通过抑制PI3K/Akt-mTOR通路诱导自噬 | 第66-68页 |
| 5.3.4 BTV1感染诱导AMPK和CaMKKβ 的激活 | 第68-69页 |
| 5.3.5 激活的CaMKKβ 和AMPK是自噬mTOR途径上游的调控子 | 第69-72页 |
| 5.3.6 BTV1引起的[Ca2+]cyto升高是AMPK途径激活的潜在诱因 | 第72-74页 |
| 5.3.7 Akt途径和AMPK途径均经由TSC2介导调控mTOR | 第74-76页 |
| 5.3.8 药物处理或RNA干扰不影响细胞活性 | 第76-77页 |
| 5.4 讨论 | 第77-80页 |
| 第六章 全文结论 | 第80-81页 |
| 参考文献 | 第81-91页 |
| 致谢 | 第91-92页 |
| 作者简历 | 第92页 |
