| 摘要 | 第9-11页 |
| ABSTRACT | 第11-13页 |
| 缩略语的中英文对照 | 第14-15页 |
| 第一篇 文献综述 | 第15-45页 |
| 第一章 组蛋白H3K79甲基转移酶DOT1/KMT4及H3K79甲基化研究进展 | 第15-45页 |
| 1 组蛋白共价修饰概述 | 第15-21页 |
| 1.1 组蛋白甲基化 | 第15-19页 |
| 1.2 组蛋白的乙酰化和去乙酰化 | 第19页 |
| 1.3 组蛋白的磷酸化 | 第19-20页 |
| 1.4 组蛋白泛素化 | 第20-21页 |
| 2 组蛋白修饰在配子形成和胚胎发育中的作用 | 第21-23页 |
| 3 Dot1及H3K79甲基化的研究进展 | 第23-33页 |
| 3.1 DOT1的分子结构及甲基化机制 | 第23-24页 |
| 3.2 Dot1/DOT1L(DOT1-Like)的分子结构以及催化H3K79甲基化的原理 | 第24-27页 |
| 3.3 Dot1的催化功能需要H4尾巴的参与 | 第27页 |
| 3.4 H2B泛素化对Dot1催化H3K79三甲基化功能的调节 | 第27-28页 |
| 3.5 DotCom复合体及Dot1-MLL复合体的工作原理 | 第28-29页 |
| 3.6 Dot1和H3K79甲基化在有丝分裂细胞周期调控和DSBs修复中的作用 | 第29页 |
| 3.7 DOT1参与监控DNA损伤的检验点机制 | 第29-30页 |
| 3.8 Dot11参与细胞内DNA损伤修复过程 | 第30-31页 |
| 3.9 DOT1在端粒沉默区域的作用 | 第31-32页 |
| 3.10 Dot1在减数分裂粗线期检验点的功能 | 第32-33页 |
| 3.11 Dot1和H3K79me在发育中的作用 | 第33页 |
| 4 本研究目的与意义 | 第33-35页 |
| 参考文献 | 第35-45页 |
| 第二篇 试验部分 | 第45-101页 |
| 第二章 胞质注射DOT1L SIRNA对小鼠卵母细胞减数分裂的影响 | 第45-75页 |
| 1 材料与方法 | 第45-53页 |
| 1.1 实验动物 | 第45页 |
| 1.2 试剂与仪器 | 第45-46页 |
| 1.3 溶液配制 | 第46页 |
| 1.4 Dot11 siRNA的设计、合成和稀释分装 | 第46-47页 |
| 1.5 GV期卵母细胞的获取 | 第47页 |
| 1.6 GV期卵母细胞显微注射 | 第47-48页 |
| 1.7 GV期卵母细胞的体外成熟(IVM)培养 | 第48-49页 |
| 1.8 常规免疫荧光检测 | 第49-50页 |
| 1.9 免疫荧光相对定量分析 | 第50页 |
| 1.10 小鼠卵母细胞cDNA模板的合成 | 第50-51页 |
| 1.11 实时荧光定量RT-PCR | 第51-52页 |
| 1.12 卵母细胞的Westernblot分析 | 第52-53页 |
| 1.13 数据统计分析 | 第53页 |
| 2 结果 | 第53-67页 |
| 2.1 小鼠卵母细胞减数分裂过程中Dot11、H3K79二甲基化(me2)和三甲基化(me3)的变化 | 第53-55页 |
| 2.2 小鼠卵母细胞减数分裂过程中Dot11 mRNA的存留 | 第55-56页 |
| 2.3 注射Dot11 siRNA后GV期卵母细胞中Dot11 mRNA水平下降 | 第56-57页 |
| 2.4 注射Dot11 siRNA对GV期卵母细胞内Dot11蛋白含量的影响 | 第57-60页 |
| 2.5 Dot11 siRNA注射对GV期卵母细胞内H3K79me2含量的影响 | 第60-62页 |
| 2.6 Dot11 siRNA注射对卵母细胞减数分裂的影响 | 第62-63页 |
| 2.7 注射Dot11 siRNA可以保持检验点蛋白BubR1在染色体端粒的驻留 | 第63-64页 |
| 2.8 幼龄小鼠和老龄小鼠卵母细胞中H3K79甲基化水平比较 | 第64-66页 |
| 2.9 注射Dot11 siRNA的卵母细胞乙酰化水平升高 | 第66-67页 |
| 3. 讨论 | 第67-71页 |
| 3.1 Dot11及H3K79甲基化在小鼠GV期到MⅡ期卵母细胞中的分布 | 第67-68页 |
| 3.2 通过显微注射siRNA干涉卵母细胞内目标基因的可行性 | 第68页 |
| 3.3 干涉Dot11,不影响小鼠卵母细胞的GVBD进程,但阻滞其进入M Ⅰ后期 | 第68-69页 |
| 3.4 老龄小鼠卵母细胞中H3K79甲基化水平下降 | 第69页 |
| 3.5 Dot11干涉后,卵母细胞的乙酰化水平升高 | 第69-71页 |
| 参考文献 | 第71-75页 |
| 第三章 干涉小鼠原核期DOT1L的表达对胚胎发育的影响 | 第75-101页 |
| 1 材料与方法 | 第75-85页 |
| 1.1 实验动物 | 第75-76页 |
| 1.2 试剂与仪器 | 第76页 |
| 1.3 溶液配制 | 第76页 |
| 1.4 Dot11 siRNA的设计、合成和稀释分装 | 第76-77页 |
| 1.5 体外受精(IVF)及胚胎培养 | 第77-78页 |
| 1.6 原核期胚胎显微注射 | 第78-79页 |
| 1.7 胚胎的体外培养(IVC) | 第79-80页 |
| 1.8 小鼠胚胎细胞cDNA模板的合成 | 第80-81页 |
| 1.9 实时荧光定量RT-PCR | 第81-82页 |
| 1.10 常规免疫荧光检测 | 第82-83页 |
| 1.11 转录活性检测 | 第83-84页 |
| 1.12 早期胚胎TUNEL凋亡检测 | 第84页 |
| 1.13 免疫荧光相对定量分析 | 第84-85页 |
| 1.14 囊胚细胞核型分析 | 第85页 |
| 1.15 数据统计分析 | 第85页 |
| 2 结果 | 第85-96页 |
| 2.1 原核期胞质注射siRNA后2-细胞胚胎Dot11 mRNA的含量下降 | 第85-86页 |
| 2.2 原核期胞质注射siRNA后4-细胞间期胚胎Dot11蛋白含量下降 | 第86-88页 |
| 2.3 原核期胞质注射siRNA后4-细胞有丝分裂期胚胎H3K79me2水平下降 | 第88-90页 |
| 2.4 原核期胞质注射siRNA后小鼠附植前胚胎的发育率降低 | 第90-91页 |
| 2.5 原核期胞质注射siRNA后小鼠囊胚细胞数减少 | 第91-92页 |
| 2.6 原核期胞质注射siRNA后小鼠胚胎的体外转录活性并未降低 | 第92-93页 |
| 2.7 原核期胞质注射siRNA后小鼠胚胎的细胞凋亡率增加 | 第93-95页 |
| 2.8 原核期胞质注射siRNA后小鼠胚胎的非整倍体率增加 | 第95-96页 |
| 3 讨论 | 第96-99页 |
| 参考文献 | 第99-101页 |
| 全文结论 | 第101-103页 |
| 创新 | 第103-105页 |
| 附录 | 第105-111页 |
| 1 文中未提及的试剂及耗材 | 第105-106页 |
| 1.1 抗体货号及分装保存 | 第105页 |
| 1.2 其他试剂及耗材 | 第105-106页 |
| 2 主要仪器 | 第106-107页 |
| 3 主要溶液的配制 | 第107-111页 |
| 3.1 HTF、M2液配制方法 | 第107-108页 |
| 3.2 KSOM培养液配方 | 第108-109页 |
| 3.3 M2I、IVM和IVMI液的配制 | 第109页 |
| 3.4 酸性台式液的配制 | 第109页 |
| 3.5 简易PBS配方 | 第109页 |
| 3.6 部分试剂工作液或浓储液的配制 | 第109-111页 |
| 致谢 | 第111-113页 |
| 博士研究生期间发表的文章 | 第113页 |
