| 摘要 | 第5-7页 |
| Abstract | 第7-8页 |
| 第一章 研究背景 | 第11-41页 |
| 1 抗病毒天然免疫概述 | 第11-14页 |
| 1.1 天然免疫简介 | 第11-12页 |
| 1.2 干扰素简介 | 第12-14页 |
| 2 模式识别受体及其介导的细胞信号转导 | 第14-27页 |
| 2.1 Toll样受体 | 第15-19页 |
| 2.2 NOD样受体 | 第19-21页 |
| 2.3 RIG-I样受体 | 第21-26页 |
| 2.4 胞浆DNA受体 | 第26-27页 |
| 3 胞浆DNA受体介导的I型干扰素表达的信号转导 | 第27-34页 |
| 3.1 胞浆DNA受体对病毒模式识别受体的识别 | 第27-32页 |
| 3.2 胞浆DNA受体介导的信号转导 | 第32-34页 |
| 4 MITA在DNA病毒诱导的天然免疫信号通路中的功能及调控 | 第34-41页 |
| 4.1 MITA的结构 | 第34-35页 |
| 4.2 MITA在DNA病毒诱导的天然免疫信号转导过程中的功能 | 第35-36页 |
| 4.3 MITA在胞浆DNA受体介导的信号通路中的作用机制 | 第36-39页 |
| 4.4 MITA在DNA病毒诱导的天然免疫信号通路中的调控 | 第39-41页 |
| 第二章 实验材料和实验方法 | 第41-50页 |
| 1 实验材料 | 第41-43页 |
| 1.1 细胞与细胞培养相关材料 | 第41页 |
| 1.2 荧光素酶报告基因载体与表达克隆载体 | 第41-42页 |
| 1.3 实时荧光定量PCR实验相关材料 | 第42页 |
| 1.4 免疫共沉淀及免疫印迹实验相关材料 | 第42页 |
| 1.5 抗体及试剂 | 第42页 |
| 1.6 ELISA检测试剂盒 | 第42页 |
| 1.7 细胞因子及病毒 | 第42-43页 |
| 1.8 小鼠及相关材料 | 第43页 |
| 1.9 其它试剂与材料 | 第43页 |
| 2 实验方法 | 第43-50页 |
| 2.1 表达载体的构建 | 第43-44页 |
| 2.2 细胞培养与转染 | 第44页 |
| 2.3 实时荧光定量PCR实验 | 第44-45页 |
| 2.4 双萤光素酶报告基因实验及ELISA实验 | 第45-46页 |
| 2.5 免疫印迹实验 | 第46页 |
| 2.6 免疫共沉淀实验 | 第46-47页 |
| 2.7 激光共聚焦显微镜观察实验 | 第47页 |
| 2.8 小鼠相关实验方法 | 第47-50页 |
| 第三章 实验结果和讨论 | 第50-91页 |
| 1 研究背景与立项依据 | 第50-51页 |
| 2 实验结果 | 第51-86页 |
| 2.1 表达克隆文库的筛选 | 第51-52页 |
| 2.2 ZDHHC1促进病毒诱导的IFN-β启动子的激活 | 第52-54页 |
| 2.3 ZDHHC1激活I型干扰素表达不依赖其棕榈酰化转移酶活性 | 第54-55页 |
| 2.4 ZDHHC1表达的下调抑制病毒诱导的I型干扰素的表达 | 第55-57页 |
| 2.5 Zdhhc1基因敲除小鼠的制备和鉴定 | 第57-60页 |
| 2.6 ZDHHC1对HSV-1诱导的I型干扰素的表达是必需的 | 第60-71页 |
| 2.7 ZDHHC1在小鼠抗HSV-1感染引起的免疫应答过程中是必需的 | 第71-75页 |
| 2.8 ZDHHC1与MITA相互作用 | 第75-79页 |
| 2.9 ZDHHC1的亚细胞定位 | 第79-81页 |
| 2.10 ZDHHC1调节MITA的活性 | 第81-86页 |
| 3 小结与讨论 | 第86-91页 |
| 参考文献 | 第91-102页 |
| 缩略词表 | 第102-104页 |
| 作者简介 | 第104-105页 |
| 攻读博士期间发表的论文 | 第105-106页 |
| 致谢 | 第106-107页 |
