| 摘要 | 第4-7页 |
| ABSTRACT | 第7-10页 |
| 前言 | 第11-19页 |
| 参考文献 | 第12-19页 |
| 缩略词表 | 第19-21页 |
| 第一章 TLRs信号通路在树突状细胞参与的免疫调控中的作用研究进展 | 第21-49页 |
| 1. 树突状细胞(Dendritic Cells,DCs) | 第21-26页 |
| 1.1 DCs的生物学特性 | 第21-24页 |
| 1.1.1 DCs的发育和分化 | 第21页 |
| 1.1.2 DCs的表型和分类 | 第21-22页 |
| 1.1.3 DCs的成熟和功能 | 第22-24页 |
| 1.2 CD40的表达对DCs功能的影响 | 第24-26页 |
| 1.2.1 CD40简介 | 第24页 |
| 1.2.2 膜表面的CD40对DCs功能的影响 | 第24-25页 |
| 1.2.3 CD40表达的调控和机制研究 | 第25-26页 |
| 2. TLRs信号通路 | 第26-28页 |
| 2.1 TLRs信号通路简介 | 第26-27页 |
| 2.2 TLRs对DCs功能的影响 | 第27-28页 |
| 3. 系统性红斑狼疮(systemic lupus erythematosus,SLE) | 第28-31页 |
| 3.1 SLE简介 | 第28-29页 |
| 3.2 DCs和TLRs通路在SLE中发挥的作用 | 第29-30页 |
| 3.3 SLE的治疗现状 | 第30-31页 |
| 4. 小分子化合物 | 第31-34页 |
| 4.1 天然产物来源的小分子化合物 | 第31-32页 |
| 4.2 化学合成的小分子 | 第32-33页 |
| 4.3 基于DCs进行的小分子化合物的筛选 | 第33-34页 |
| 5. 参考文献 | 第34-49页 |
| 第二章 TLR9通路对树突状细胞表面CD40表达的调控机制研究 | 第49-71页 |
| 1. 前言 | 第49-50页 |
| 2. 实验材料与方法 | 第50-54页 |
| 2.1 实验材料 | 第50-51页 |
| 2.1.1 实验对象 | 第50页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第50-51页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第51页 |
| 2.2 实验方法 | 第51-54页 |
| 2.2.1 DCs的获取 | 第51页 |
| 2.2.2 流式细胞术检测DCs表面CD40的表达 | 第51-52页 |
| 2.2.3 特异性抑制剂处理DCs | 第52页 |
| 2.2.4 免疫印迹 | 第52页 |
| 2.2.5 RT-PCR检测mRNA的表达 | 第52-53页 |
| 2.2.6 Q-PCR | 第53页 |
| 2.2.7 RNA干扰(RNAi) | 第53-54页 |
| 2.2.8 miRNA-146a的转染 | 第54页 |
| 2.2.9 数据统计分析 | 第54页 |
| 3. 实验结果 | 第54-62页 |
| 3.1 CpG诱导骨髓来源DCs高表达CD40 | 第54-56页 |
| 3.2 MAPKs信号通路对CD40表达的影响 | 第56-57页 |
| 3.3 NF-κB参与调控CpG诱导的CD40的表达 | 第57-58页 |
| 3.4 IRF8在调控CD40表达中的重要作用 | 第58-60页 |
| 3.5 miRNA-146a对CD40表达的调控 | 第60-62页 |
| 4. 讨论 | 第62-64页 |
| 5. 本章小结 | 第64-65页 |
| 6. 参考文献 | 第65-71页 |
| 第三章 小分子化合物Chaetoglobosin F通过TLR9信号通路调控树突状细胞的免疫功能 | 第71-97页 |
| 1. 前言 | 第71-72页 |
| 2. 实验材料与方法 | 第72-78页 |
| 2.1 实验材料 | 第72-73页 |
| 2.1.1 实验对象 | 第72页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第72-73页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第73页 |
| 2.2 实验方法 | 第73-78页 |
| 2.2.1 DCs的获取 | 第73页 |
| 2.2.2 细胞活力检测 | 第73-74页 |
| 2.2.3 CD11c~+DCs凋亡的检测 | 第74页 |
| 2.2.4 流式细胞术检测 | 第74页 |
| 2.2.5 DCs吞噬能力的检测 | 第74-75页 |
| 2.2.6 Q-PCR检测mRNA的表达 | 第75-76页 |
| 2.2.7 ELISA检测细胞因子的产生 | 第76页 |
| 2.2.8 趋化实验 | 第76页 |
| 2.2.9 体外混合淋巴细胞反应(MLR) | 第76-77页 |
| 2.2.10 免疫印迹 | 第77页 |
| 2.2.11 细胞爬片和免疫荧光(IF) | 第77-78页 |
| 2.2.12 PBMCs的分离和RT-PCR | 第78页 |
| 2.2.13 数据统计分析 | 第78页 |
| 3. 实验结果 | 第78-87页 |
| 3.1 实验浓度的Cha F不会影响DCs的活力 | 第78-79页 |
| 3.2 Cha F不影响DCs的生长和凋亡 | 第79-80页 |
| 3.3 Cha F抑制CpG诱导的DCs的表型和功能成熟 | 第80-82页 |
| 3.4 Cha F抑制IL-12p70和CXCL-10的产生 | 第82-83页 |
| 3.5 Cha F抑制CCR7的表达并降低DCs的趋化功能 | 第83-84页 |
| 3.6 Cha F消弱DCs对异源T细胞的活化功能 | 第84-85页 |
| 3.7 Cha F抑制MAPKs、NF-κB和STAT-1的活化 | 第85-86页 |
| 3.8 Cha F可以调控DCs中TLR9的表达 | 第86-87页 |
| 4. 讨论 | 第87-90页 |
| 5. 本章小结 | 第90-91页 |
| 6. 参考文献 | 第91-97页 |
| 第四章 小分子化合物FC-99通过TLRs调节DCs的免疫功能并缓解MRL/lpr小鼠的疾病进程 | 第97-126页 |
| 1. 前言 | 第97-98页 |
| 2. 实验材料与方法 | 第98-104页 |
| 2.1 实验材料 | 第98-99页 |
| 2.1.1 实验对象 | 第98页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第98-99页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第99页 |
| 2.2 实验方法 | 第99-104页 |
| 2.2.1 DCs的获取 | 第99-100页 |
| 2.2.2 细胞活力检测 | 第100页 |
| 2.2.3 CD11c~+DCs凋亡的检测 | 第100页 |
| 2.2.4 流式细胞术检测 | 第100页 |
| 2.2.5 Q-PCR检测mRNA的表达 | 第100-102页 |
| 2.2.6 免疫印迹 | 第102页 |
| 2.2.7 尿蛋白的检测 | 第102-103页 |
| 2.2.8 肾脏组织切片和染色 | 第103页 |
| 2.2.9 血清的收集和对免疫球蛋白的检测 | 第103页 |
| 2.2.10 蛋白芯片检测血清中的细胞因子 | 第103页 |
| 2.2.11 小鼠外周血PBMCs的获取 | 第103-104页 |
| 2.2.12 数据统计分析 | 第104页 |
| 3. 实验结果 | 第104-116页 |
| 3.1 FC-99不影响DCs的活力和生长 | 第104-105页 |
| 3.2 FC-99对DCs表面分子表达的影响 | 第105-106页 |
| 3.3 FC-99可以降低由TLRs活化诱导的细胞因子的产生 | 第106-109页 |
| 3.4 FC-99抑制TLRs引起的IκB-α的活化 | 第109-110页 |
| 3.5 FC-99缓解MRL/lpr小鼠的病理指标 | 第110-111页 |
| 3.6 FC-99降低小鼠血清中自身抗体的产生 | 第111-112页 |
| 3.7 FC-99对小鼠血清中多种细胞因子的影响 | 第112-113页 |
| 3.8 小鼠脾脏和淋巴结中mDCs的比例及活化 | 第113-114页 |
| 3.9 FC-99影响IκB-α的活化和A20 mRNA的表达 | 第114-116页 |
| 4. 讨论 | 第116-119页 |
| 5. 本章小结 | 第119页 |
| 6. 参考文献 | 第119-126页 |
| 结论 | 第126-127页 |
| 博士研究生期间发表及待发表论文列表 | 第127-128页 |
| 致谢 | 第128-129页 |
| 感谢以下基金的资助 | 第129-130页 |
