| 摘要 | 第6-8页 |
| Abstract | 第8-9页 |
| 第一章 绪论 | 第14-24页 |
| 1.1 引言 | 第14-15页 |
| 1.2 氧化应激的研究进展 | 第15-18页 |
| 1.3 阿霉素心脏毒性保护策略 | 第18-20页 |
| 1.4 红景天苷研究进展 | 第20-21页 |
| 1.5 SIRT1研究进展 | 第21-22页 |
| 1.6 课题的研究意义及内容 | 第22-24页 |
| 1.6.1 课题的研究意义 | 第22页 |
| 1.6.2 课题的研究内容 | 第22-24页 |
| 第二章 红景天苷对阿霉素心脏损伤的保护作用及分子机制 | 第24-59页 |
| 2.1 引言 | 第24-25页 |
| 2.2 实验材料 | 第25-28页 |
| 2.2.1 主要仪器 | 第25页 |
| 2.2.2 实验试剂 | 第25-26页 |
| 2.2.3 主要溶液的配置 | 第26-27页 |
| 2.2.4 实验动物 | 第27页 |
| 2.2.5 实验细胞 | 第27-28页 |
| 2.3 实验方法 | 第28-39页 |
| 2.3.1 阿霉素诱导的小鼠心衰模型的建立 | 第28页 |
| 2.3.2 阿霉素诱导的H9c2细胞损伤模型的建立 | 第28页 |
| 2.3.3 超声心动(Echo)测定小鼠心脏功能检测方法 | 第28-29页 |
| 2.3.4 动物组织切片的制备方法 | 第29页 |
| 2.3.5 组织伊红苏木素染色(H&E Stain) | 第29页 |
| 2.3.6 组织纤维化染色(Masson Stain) | 第29-30页 |
| 2.3.7 组织凋亡TUNEL荧光染色 | 第30-31页 |
| 2.3.8 动物血浆及H9c2细胞上清液LDH酶活力检测 | 第31页 |
| 2.3.9 WST-1法检测细胞存活率实验 | 第31页 |
| 2.3.10 FITC-PI法检测H9c2细胞凋亡和坏死实验 | 第31-32页 |
| 2.3.11 动物血浆及H9c2细胞MDA含量测定方法 | 第32页 |
| 2.3.12 H9c2细胞ROS含量测定 | 第32-33页 |
| 2.3.13 动物组织及H9c2细胞总RNA抽提 | 第33-34页 |
| 2.3.14 逆转录 | 第34页 |
| 2.3.15 实时定量荧光PCR(Real-Time PCR) | 第34-35页 |
| 2.3.16 动物组织及H9c2细胞总蛋白提取及蛋白含量测定 | 第35-36页 |
| 2.3.17 组织及细胞水平蛋白表达检测(Western Blot) | 第36-37页 |
| 2.3.18 动物组织及H9c2细胞超氧化物歧化酶(SOD)酶活力测定 | 第37-38页 |
| 2.3.19 动物组织及H9c2细胞过氧化氢酶(Catalase)酶活力测定 | 第38-39页 |
| 2.4 实验结果 | 第39-56页 |
| 2.4.0 红景天苷改善阿霉素损伤的小鼠存活率和体重 | 第39-41页 |
| 2.4.1 红景天苷改善阿霉素诱导的小鼠心衰 | 第41-43页 |
| 2.4.2 红景天苷改善阿霉素诱导的小鼠心肌细胞萎缩、纤维化和凋亡 | 第43-45页 |
| 2.4.3 红景天苷对阿霉素诱导的小鼠血浆和H9c2细胞上清液中LDH的影响 | 第45-46页 |
| 2.4.4 红景天苷改善阿霉素损伤H9c2细胞存活率 | 第46-47页 |
| 2.4.5 红景天苷改善阿霉素诱导的H9c2细胞凋亡和坏死 | 第47-49页 |
| 2.4.6 红景天苷对阿霉素损伤的H9c2细胞内ROS含量的影响 | 第49-50页 |
| 2.4.7 红景天苷对阿霉素损伤的小鼠血浆和H9c2细胞内MDA含量的影响 | 第50-51页 |
| 2.4.8 红景天苷对阿霉素损伤的小鼠心脏组织和H9c2细胞的NOX1的mRNA表达水平的影响 | 第51-52页 |
| 2.4.9 红景天苷对阿霉素损伤的小鼠心脏组织和H9c2细胞的catalase和Mn-SOD的mRNA表达水平和酶活力的影响 | 第52-54页 |
| 2.4.10 红景天苷对阿霉素损伤的小鼠心脏组织和H9c2细胞的Bcl2和Bax的mRNA表达水平的影响 | 第54-55页 |
| 2.4.11 红景天苷对阿霉素损伤的H9c2细胞的Bcl2和Bax的蛋白表达水平的影响 | 第55-56页 |
| 2.5 本章小结 | 第56-59页 |
| 第三章 SIRT1对阿霉素心脏损伤的保护作用及分子机制 | 第59-111页 |
| 3.1 引言 | 第59-60页 |
| 3.2 实验材料 | 第60-63页 |
| 3.2.1 主要仪器 | 第60页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第60-61页 |
| 3.2.3 主要溶液的配置 | 第61-62页 |
| 3.2.4 实验动物 | 第62页 |
| 3.2.5 实验细胞 | 第62-63页 |
| 3.3 实验方法 | 第63-78页 |
| 3.3.1 小鼠基因型鉴定 | 第63-64页 |
| 3.3.2 原代心肌细胞的鉴定 | 第64-65页 |
| 3.3.3 阿霉素诱导的小鼠心衰模型的建立 | 第65页 |
| 3.3.4 阿霉素诱导的原代心肌细胞损伤模型的建立 | 第65-66页 |
| 3.3.5 超声心动(Echo)测定小鼠心脏功能检测方法 | 第66-67页 |
| 3.3.6 动物组织切片的制备方法 | 第67页 |
| 3.3.7 组织纤维化染色(Masson Stain) | 第67页 |
| 3.3.8 组织和细胞凋亡TUNEL荧光染色 | 第67-68页 |
| 3.3.9 免疫荧光染色 | 第68-69页 |
| 3.3.10 动物血浆及原代心肌细胞上清液LDH、CK、CK-MB酶活力检测 | 第69页 |
| 3.3.11 WST-1法检测细胞存活率实验 | 第69页 |
| 3.3.12 动物心脏组织及原代心肌细胞MDA含量测定方法 | 第69-70页 |
| 3.3.13 细胞内NAD~+/NADH含量的测定 | 第70-71页 |
| 3.3.14 原代心肌细胞ROS荧光染色 | 第71页 |
| 3.3.15 动物组织及原代心肌细胞总RNA抽提 | 第71-72页 |
| 3.3.16 逆转录 | 第72-73页 |
| 3.3.17 实时定量荧光PCR(Real-Time PCR) | 第73-74页 |
| 3.3.18 动物组织及原代心肌细胞总蛋白提取及蛋白含量测定 | 第74页 |
| 3.3.19 组织及细胞水平蛋白表达检测(Western Blot) | 第74-76页 |
| 3.3.20 免疫共沉淀 | 第76页 |
| 3.3.21 动物组织及原代心肌细胞超氧化物歧化酶(SOD)酶活力测定 | 第76-77页 |
| 3.3.22 动物组织及原代心肌细胞过氧化氢酶(Catalase)酶活力测定 | 第77-78页 |
| 3.3.23 统计学方法 | 第78页 |
| 3.4 实验结果 | 第78-109页 |
| 3.4.1 小鼠基因型鉴定及SIRT1表达量分析 | 第78-80页 |
| 3.4.2 原代心肌细胞的培养与鉴定 | 第80-81页 |
| 3.4.3 SIRT1敲除加重阿霉素诱导的小鼠心衰 | 第81-83页 |
| 3.4.4 SIRT1敲除加重阿霉素诱导的小鼠心肌细胞纤维化水平 | 第83-84页 |
| 3.4.5 SIRT1敲除降低阿霉素损伤原代心肌细胞存活率 | 第84-85页 |
| 3.4.6 SIRT1对阿霉素诱导的小鼠血浆和原代心肌细胞上清液中LDH、CK和CK-MB活性的影响 | 第85-87页 |
| 3.4.7 SIRT1敲除后加重阿霉素诱导的心肌细胞凋亡 | 第87-88页 |
| 3.4.8 SIRT1在阿霉素诱导的caspase-3裂解和RIP3上调的影响 | 第88-90页 |
| 3.4.9 SIRT1敲除增加阿霉素诱导的原代心肌细胞ROS含量上调 | 第90-91页 |
| 3.4.10 SIRT1敲除增加阿霉素诱导的小鼠血浆和原代心肌细胞MDA含量上调 | 第91-92页 |
| 3.4.11 SIRT1敲除对阿霉素损伤的NAD~+/NADH比率的影响 | 第92-93页 |
| 3.4.12 SIRT1敲除对阿霉素损伤的NOX1的mRNA表达水平的影响 | 第93-94页 |
| 3.4.13 SIRT1敲除对阿霉素损伤的catalase和Mn-SOD的mRNA、蛋白表达水平和酶活力的影响 | 第94-99页 |
| 3.4.14 SIRT1敲除对阿霉素损伤catalase和Mn-SOD的AMPK-FoxO3a信号通路调节 | 第99-103页 |
| 3.4.15 SIRT1敲除对阿霉素损伤catalase和Mn-SOD的FoxO3a乙酰化、p53乙酰化和FoxO3a-p53复合物信号通路调节 | 第103-105页 |
| 3.4.16 p53敲除降低阿霉素诱导的心肌细胞损伤 | 第105-107页 |
| 3.4.17 p53敲除改善阿霉素损伤的catalase和Mn-SOD | 第107-109页 |
| 3.5 讨论与小结 | 第109-111页 |
| 结论 | 第111-112页 |
| 讨论 | 第112-113页 |
| 致谢 | 第113-114页 |
| 参考文献 | 第114-126页 |
| 攻读硕士学位期间发表的论文及科研成果 | 第126页 |
