| 摘要 | 第3-6页 |
| ABSTRACT | 第6-10页 |
| 缩略词表 | 第11-16页 |
| 第1章 引言 | 第16-27页 |
| 1.1 概述 | 第16-18页 |
| 1.2 调节髓鞘发育的蛋白分子和信号通路 | 第18-23页 |
| 1.2.1 Sonic hedgehog(Shh)信号通路和BMP信号通路 | 第19页 |
| 1.2.2 生长因子信号在少突胶质细胞分化中的作用 | 第19-20页 |
| 1.2.3 细胞外基质(ECM)和整合素在OPC分化和迁移中的作用 | 第20页 |
| 1.2.4 Wnt信号通路 | 第20-21页 |
| 1.2.5 Notch信号通路 | 第21页 |
| 1.2.6 Lingo-1信号通路抑制OPC分化和髓鞘形成 | 第21页 |
| 1.2.7 bHLH因子Olig1/2 | 第21页 |
| 1.2.8 MRF | 第21-22页 |
| 1.2.9 Zfp488 | 第22页 |
| 1.2.10 Sip1 | 第22页 |
| 1.2.11 表观遗传和染色质修饰调节少突胶质细胞的发育 | 第22-23页 |
| 1.2.12 缺氧诱导因子(HIFs) | 第23页 |
| 1.3 中枢神经系统髓鞘化的可塑性 | 第23-24页 |
| 1.4 髓鞘缺陷相关疾病 | 第24-25页 |
| 1.5 本课题的研究内容和创新之处 | 第25-27页 |
| 1.5.1 研究内容 | 第25页 |
| 1.5.2 创新之处 | 第25-27页 |
| 第2章 大鼠mPFC髓鞘发育随年龄的变化情况研究 | 第27-35页 |
| 2.1 引言 | 第27-28页 |
| 2.2 实验材料与方法 | 第28-33页 |
| 2.2.1 实验动物 | 第28页 |
| 2.2.2 实验主要仪器 | 第28-29页 |
| 2.2.3 主要试剂 | 第29-31页 |
| 2.2.4 Western-blotting | 第31-32页 |
| 2.2.5 免疫组织化学 | 第32页 |
| 2.2.6 数据分析 | 第32-33页 |
| 2.3 实验结果 | 第33-34页 |
| 2.3.1 大鼠mPFC髓鞘化水平随年龄呈倒“U”型结构 | 第33-34页 |
| 2.4 本章小结与讨论 | 第34-35页 |
| 第3章 母婴分离损害大鼠mPFC髓鞘发育 | 第35-47页 |
| 3.1 引言 | 第35-37页 |
| 3.2 实验材料与方法 | 第37-39页 |
| 3.2.1 实验动物 | 第37-38页 |
| 3.2.2 实验主要仪器 | 第38页 |
| 3.2.3 主要试剂 | 第38页 |
| 3.2.4 Western-blotting | 第38页 |
| 3.2.5 免疫组织化学 | 第38页 |
| 3.2.6 电镜 | 第38-39页 |
| 3.2.7 数据分析 | 第39页 |
| 3.3 实验结果 | 第39-46页 |
| 3.3.1 母婴分离降低大鼠mPFC髓鞘化水平 | 第39-43页 |
| 3.3.2 母婴分离对mPFC髓鞘化的影响会持续到成年 | 第43页 |
| 3.3.3 母婴分离不会影响其他脑区的髓鞘发育 | 第43-46页 |
| 3.4 本章小结与讨论 | 第46-47页 |
| 第4章 母婴分离抑制OPC增殖和OL成熟 | 第47-54页 |
| 4.1 引言 | 第47页 |
| 4.2 实验材料与方法 | 第47-48页 |
| 4.2.1 实验动物 | 第47页 |
| 4.2.2 实验主要仪器 | 第47页 |
| 4.2.3 主要试剂 | 第47页 |
| 4.2.4 Western-blotting | 第47-48页 |
| 4.2.5 免疫组织化学 | 第48页 |
| 4.2.6 BrdU体内标记 | 第48页 |
| 4.2.7 数据分析 | 第48页 |
| 4.3 实验结果 | 第48-53页 |
| 4.3.1 母婴分离升高mPFC中总的OPC数量并降低总的OL数量 | 第48-49页 |
| 4.3.2 母婴分离阻碍mPFC中OPC的增殖和OL的成熟 | 第49-51页 |
| 4.3.3 母婴分离不会影响胼胝体中总OL的数量 | 第51-52页 |
| 4.3.4 母婴分离不会影响胼胝体中OPC的增殖和OL的成熟 | 第52-53页 |
| 4.4 本章小结与讨论 | 第53-54页 |
| 第5章 母婴分离损害mPFC髓鞘发育是通过HDAC1/2依赖的途径 | 第54-66页 |
| 5.1 引言 | 第54-55页 |
| 5.2 实验材料与方法 | 第55-58页 |
| 5.2.1 实验动物 | 第55页 |
| 5.2.2 实验主要仪器 | 第55页 |
| 5.2.3 主要试剂 | 第55页 |
| 5.2.4 Western-blotting | 第55页 |
| 5.2.5 免疫组织化学 | 第55页 |
| 5.2.6 荧光定量PCR | 第55-58页 |
| 5.2.7 VPA处理 | 第58页 |
| 5.2.8 数据分析 | 第58页 |
| 5.3 实验结果 | 第58-65页 |
| 5.3.1 母婴分离降低mPFC中HDAC1/2的表达水平,并调节相关基因转录 | 第58-59页 |
| 5.3.2 VPA处理阻碍mPFC髓鞘发育 | 第59-61页 |
| 5.3.3 VPA处理抑制mPFC中OL的生成 | 第61页 |
| 5.3.4 母婴分离和VPA处理均可激活Wnt信号通路 | 第61-65页 |
| 5.4 本章小结与讨论 | 第65-66页 |
| 第6章 母婴分离损害mPFC的功能 | 第66-74页 |
| 6.1 引言 | 第66页 |
| 6.2 实验材料与方法 | 第66-68页 |
| 6.2.1 实验动物 | 第66页 |
| 6.2.2 实验主要仪器 | 第66-67页 |
| 6.2.3 行为学实验 | 第67-68页 |
| 6.2.4 数据分析 | 第68页 |
| 6.3 实验结果 | 第68-73页 |
| 6.3.1 母婴分离导致焦虑自闭行为,并损害空间学习记忆能力 | 第68-71页 |
| 6.3.2 母婴分离损害幼鼠对新旧物体识别功能 | 第71-72页 |
| 6.3.3 母婴分离损害社交能力 | 第72-73页 |
| 6.4 本章小结与讨论 | 第73-74页 |
| 第7章 髓鞘缺陷导致mPFC功能异常 | 第74-86页 |
| 7.1 引言 | 第74页 |
| 7.2 实验材料与方法 | 第74-75页 |
| 7.2.1 实验动物 | 第74页 |
| 7.2.2 实验主要仪器 | 第74页 |
| 7.2.3 主要试剂 | 第74页 |
| 7.2.4 免疫组织化学 | 第74页 |
| 7.2.5 行为学实验 | 第74页 |
| 7.2.6 LPC立体定位注射 | 第74-75页 |
| 7.2.7 数据分析 | 第75页 |
| 7.3 实验结果 | 第75-85页 |
| 7.3.1 VPA处理损害mPFC的功能 | 第75-80页 |
| 7.3.2 LPC诱导mPFC脱髓鞘损害mPFC的功能 | 第80-85页 |
| 7.4 本章小结与讨论 | 第85-86页 |
| 第8章 结论与展望 | 第86-92页 |
| 8.1 结论 | 第86-91页 |
| 8.1.1 大鼠mPFC髓鞘化水平随年龄呈倒“U”型结构 | 第86页 |
| 8.1.2 母婴分离降低mPFC髓鞘化水平 | 第86-87页 |
| 8.1.3 母婴分离阻碍mPFC中OPC的增殖和OL的成熟 | 第87-88页 |
| 8.1.4 母婴分离降低mPFC中HDAC1/2的表达水平 | 第88页 |
| 8.1.5 母婴分离和VPA处理均可激活Wnt信号通路 | 第88-89页 |
| 8.1.6 母婴分离损害mPFC的功能 | 第89页 |
| 8.1.7 母婴分离对mPFC功能的损害在一定程度上是通过抑制髓鞘发育 | 第89-91页 |
| 8.2 展望 | 第91-92页 |
| 致谢 | 第92-93页 |
| 参考文献 | 第93-104页 |
| 攻读学位期间的研究成果 | 第104-105页 |
