| 本论文的创新点 | 第6-10页 |
| 中文摘要 | 第10-12页 |
| ABSTRACT | 第12-14页 |
| 本论文缩略词表 | 第15-17页 |
| 第一章 引言 | 第17-49页 |
| 1.1 一氧化氮在植物中的信号途径 | 第17-20页 |
| 1.1.1 植物中一氧化氮的合成 | 第17-18页 |
| 1.1.2 植物中一氧化氮的代谢 | 第18-19页 |
| 1.1.3 植物中一氧化氮信号转导通路 | 第19-20页 |
| 1.2 一氧化氮在植物中的功能研究 | 第20-30页 |
| 1.2.1 一氧化氮和种子萌发 | 第21-22页 |
| 1.2.2 一氧化氮与植物幼苗的生长 | 第22-23页 |
| 1.2.3 一氧化氮和植物有性生殖 | 第23-24页 |
| 1.2.4 一氧化氮与果实成熟和叶片衰老 | 第24页 |
| 1.2.5 一氧化氮与气孔开闭 | 第24-25页 |
| 1.2.6 一氧化氮与生物胁迫 | 第25-29页 |
| 1.2.7 一氧化氮与非生物胁迫 | 第29-30页 |
| 1.3 干旱胁迫和盐胁迫 | 第30-35页 |
| 1.3.1 干旱胁迫的现状 | 第30-31页 |
| 1.3.2 干旱胁迫对植物的影响 | 第31-32页 |
| 1.3.3 植物的抗旱机制 | 第32页 |
| 1.3.4 植物干旱胁迫的信号转导 | 第32-33页 |
| 1.3.5 盐胁迫对植物的影响 | 第33-34页 |
| 1.3.6 植物的耐盐机制 | 第34页 |
| 1.3.7 植物盐胁迫信号转导 | 第34-35页 |
| 1.4 植物在干旱和高盐胁迫下的应对策略 | 第35-40页 |
| 1.4.1 植物形态的变化 | 第36页 |
| 1.4.2 植物体内的渗透调节 | 第36页 |
| 1.4.3 植物体内的离子调节 | 第36-37页 |
| 1.4.4 气孔关闭 | 第37页 |
| 1.4.5 活性氧的清除 | 第37页 |
| 1.4.6 一氧化氮和干旱胁迫 | 第37-38页 |
| 1.4.7 一氧化氮和盐胁迫 | 第38-40页 |
| 1.5 镉胁迫 | 第40-43页 |
| 1.5.1 镉胁迫对植物的毒害 | 第40-41页 |
| 1.5.2 植物的镉耐受机制 | 第41页 |
| 1.5.3 一氧化氮与镉胁迫 | 第41-43页 |
| 1.6 水稻开花 | 第43-47页 |
| 1.6.1 水稻 | 第43页 |
| 1.6.2 水稻的开花调控 | 第43-46页 |
| 1.6.3 一氧化氮和植物开花调控 | 第46-47页 |
| 1.7 本研究的目的和意义 | 第47-49页 |
| 第二章 材料和方法 | 第49-70页 |
| 2.1 实验材料 | 第49页 |
| 2.1.1 菌种材料和载体 | 第49页 |
| 2.1.2 植物材料 | 第49页 |
| 2.2 水稻植株的栽培与种子收获 | 第49页 |
| 2.3 水稻nNOS转基因植株纯合体鉴定 | 第49-50页 |
| 2.4 水稻基因组的提取 | 第50页 |
| 2.5 水稻中RNA提取和反转录 | 第50-52页 |
| 2.5.1 植物中RNA提取 | 第50-51页 |
| 2.5.2 植物中RNA的反转录 | 第51-52页 |
| 2.6 实时定量PCR检测 | 第52页 |
| 2.7 nNOS过表达载体的构建 | 第52-53页 |
| 2.8 目的片段的获得及胶回收 | 第53-54页 |
| 2.9 片段的补平 | 第54页 |
| 2.10 载体的线性化 | 第54-55页 |
| 2.11 线性化载体的去磷酸化 | 第55-56页 |
| 2.12 目的片段与载体连接 | 第56页 |
| 2.13 大肠杆菌DH5α超级感受态细胞的制备 | 第56-57页 |
| 2.14 连接产物转化DH5α感受态细胞 | 第57-58页 |
| 2.15 质粒的提取 | 第58页 |
| 2.16 农杆菌EHA105感受态细胞的制备 | 第58-59页 |
| 2.17 农杆菌EHA105感受态细胞的转化 | 第59页 |
| 2.18 农杆菌介导的水稻转化 | 第59-62页 |
| 2.18.1 水稻愈伤组织的培养 | 第59-60页 |
| 2.18.2 愈伤组织继代 | 第60页 |
| 2.18.3 愈伤组织的预培养 | 第60页 |
| 2.18.4 农杆菌培养与重悬 | 第60页 |
| 2.18.5 农杆菌感染愈伤与共培养 | 第60页 |
| 2.18.6 农杆菌的去除 | 第60-61页 |
| 2.18.7 愈伤组织的筛选 | 第61页 |
| 2.18.8 水稻愈伤组织的分化 | 第61页 |
| 2.18.9 分化小苗的生根 | 第61页 |
| 2.18.10 炼苗与移栽 | 第61-62页 |
| 2.19 转基因植株纯合体筛选 | 第62页 |
| 2.20 水稻幼苗的生长以及外源处理 | 第62-63页 |
| 2.21 一氧化氮含量检测 | 第63-64页 |
| 2.21.1 一氧化氮荧光探针检测一氧化氮含量 | 第63页 |
| 2.21.2 自由基法检测一氧化氮含量 | 第63-64页 |
| 2.22 NOS酶活的测定 | 第64页 |
| 2.23 水稻幼苗对mannitol、NaCl和CdCl_2敏感性分析 | 第64页 |
| 2.24 水稻对干旱胁迫的耐受性分析 | 第64页 |
| 2.25 生理指标的测定 | 第64-67页 |
| 2.25.1 相对含水量的测定 | 第64-65页 |
| 2.25.2 叶片失水率的测定 | 第65页 |
| 2.25.3 气孔导度的测定 | 第65页 |
| 2.25.4 脯氨酸的测定 | 第65-66页 |
| 2.25.5 丙二醛含量的测定 | 第66页 |
| 2.25.6 电导率的测定 | 第66-67页 |
| 2.25.7 过氧化氢含量的测定 | 第67页 |
| 2.25.8 POX和CAT酶活的测定 | 第67页 |
| 2.26 常规试剂的配置 | 第67-68页 |
| 2.27 本论文涉及的引物序列 | 第68-70页 |
| 第三章 结果与分析 | 第70-99页 |
| 3.1 nNOS超表达载体的构建和水稻的遗传转化 | 第70-71页 |
| 3.1.1 nNOS过表达载体的构建 | 第70-71页 |
| 3.1.2 水稻的遗传转化 | 第71页 |
| 3.2 nNOS过表达水稻株系的基因组鉴定 | 第71-72页 |
| 3.3 nNOS过表达水稻株系中nNOS基因的表达 | 第72-73页 |
| 3.4 nNOS过表达水稻株系NOS酶活的测定 | 第73页 |
| 3.5 nNOS过表达水稻株系NO含量的测定 | 第73-75页 |
| 3.6 干旱和盐胁迫诱导水稻中NOS酶活和NO含量升高 | 第75-76页 |
| 3.7 L-NAME降低水稻对干旱和高盐胁迫的耐受性 | 第76-77页 |
| 3.8 nNOS过表达水稻株系对干旱胁迫的耐受性增强 | 第77-79页 |
| 3.9 nNOS过表达水稻株系对盐胁迫的耐受性增强 | 第79-81页 |
| 3.10 nNOS过表达水稻株系在干旱和盐胁迫下生理指标的变化 | 第81-86页 |
| 3.10.1 nNOS过表达水稻株系在干旱和盐胁迫下的相对含水量 | 第81-82页 |
| 3.10.2 nNOS过表达水稻株系离体叶片的失水率 | 第82-83页 |
| 3.10.3 nNOS过表达水稻株系叶片的气孔导度 | 第83-84页 |
| 3.10.4 nNOS过表达水稻株系在干旱和盐胁迫条件下的脯氨酸含量 | 第84页 |
| 3.10.5 nNOS过表达水稻株系在干旱和盐胁迫条件下的电导率 | 第84-85页 |
| 3.10.6 nNOS过表达水稻株系在干旱和盐胁迫条件下的MDA含量 | 第85-86页 |
| 3.11 nNOS过表达水稻株系在胁迫条件下的活性氧清除能力增强 | 第86-88页 |
| 3.12 nNOS过表达水稻株系中胁迫相关基因的表达 | 第88-90页 |
| 3.13 nNOS过表达水稻株系对镉胁迫的耐受性增强 | 第90-94页 |
| 3.14 nNOS过表达水稻株系的开花时间延迟 | 第94-99页 |
| 第四章 讨论 | 第99-104页 |
| 4.1 表达nNOS是改变植物体内源NO代谢的有效手段 | 第99-100页 |
| 4.2 NO在水稻非生物胁迫应答中的作用 | 第100-103页 |
| 4.3 NO在水稻开花调控中的作用 | 第103-104页 |
| 参考文献 | 第104-118页 |
| 在读期间发表和投稿的论文 | 第118-119页 |
| 致谢 | 第119页 |
