| 摘要 | 第3-6页 |
| abstract | 第6-9页 |
| 缩略语表 | 第13-15页 |
| 第一章 绪论 | 第15-26页 |
| 1.1 创伤性脑损伤概述以及创伤性颅脑损伤后BBB破坏和炎症反应 | 第15-17页 |
| 1.1.1 创伤性颅脑损伤概述 | 第15-16页 |
| 1.1.2 创伤性颅脑损伤后BBB破坏及炎症反应 | 第16-17页 |
| 1.2 Sur1 在中枢神经系统损伤中研究概况 | 第17-26页 |
| 1.2.1 Sur1 的结构和功能 | 第17-20页 |
| 1.2.2 Sur1 与中枢神经系统疾患中的关系 | 第20-21页 |
| 1.2.3 Sur1 抑制剂格列本脲在中枢神经系统疾病中的应用和相应机制 | 第21-22页 |
| 1.2.4 通过格列本脲抑制Sur1 在中枢神经系统疾病中的作用和机制 | 第22-26页 |
| 第二章 抑制Sur1 在创伤性颅脑损伤中的作用 | 第26-61页 |
| 2.1 引言 | 第26-28页 |
| 2.2 材料与方法 | 第28-47页 |
| 2.2.1 研究对象 | 第28页 |
| 2.2.2 主要仪器与试剂 | 第28-32页 |
| 2.2.3 溶液及药物配置 | 第32-33页 |
| 2.2.4 实验设计 | 第33-34页 |
| 2.2.5 建立小鼠控制性皮层损伤(CCI)模型 | 第34-35页 |
| 2.2.6 腹腔注射格列本脲 | 第35页 |
| 2.2.7 手术前后体重及空腹血糖测定 | 第35-36页 |
| 2.2.8 脑组织冰冻切片的制备 | 第36页 |
| 2.2.9 脑组织漂片的制备 | 第36页 |
| 2.2.10 小鼠MRI扫描及损伤灶体积统计 | 第36-37页 |
| 2.2.11 神经行为学评估 | 第37-38页 |
| 2.2.12 脑组织蛋白质提取及蛋白印迹实验(Western blot) | 第38-41页 |
| 2.2.13 总RNA提取(Trizol法)及Real-Time PCR | 第41-42页 |
| 2.2.14 实时聚合酶链反应(Real-time polymerase chain reaction,real-time PCR) | 第42-43页 |
| 2.2.15 免疫荧光染色 | 第43-45页 |
| 2.2.16 脑组织伊文氏蓝(Evans Blue)渗出测定 | 第45-46页 |
| 2.2.17 小鼠脑组织含水量测定 | 第46页 |
| 2.2.18 小鼠脑组织血红蛋白含量测定 | 第46-47页 |
| 2.2.19 统计方法 | 第47页 |
| 2.3 实验结果 | 第47-58页 |
| 2.3.1 CCI术后小鼠脑组织Sur1 表达增高 | 第47-48页 |
| 2.3.2 格列本脲对小鼠体重及血糖无显著影响 | 第48页 |
| 2.3.3 格列本脲减轻脑伤手术后小鼠脑组织水肿体积 | 第48-50页 |
| 2.3.4 格列本脲抑制Sur1 后改善CCI小鼠神经行为学评分 | 第50页 |
| 2.3.5 格列本脲改善脑外伤手术后小鼠炎症因子表达 | 第50-51页 |
| 2.3.6 格列本脲改善脑外伤手术后小鼠脑组织出血 | 第51-52页 |
| 2.3.7 格列本脲减轻脑外伤手术后小鼠脑水肿 | 第52-53页 |
| 2.3.8 格列本脲保护颅脑创伤后小鼠血脑屏障完整性 | 第53-55页 |
| 2.3.9 抑制Sur1 减少颅脑创伤后小鼠脑组织闭合蛋白和紧密连接蛋白间隙形成,提 | 第55-57页 |
| 2.3.10 格列本脲抑制Sur1 降低脑外伤手术导致的AQP4 表达上调 | 第57-58页 |
| 2.4 讨论 | 第58-60页 |
| 2.5 本章小结 | 第60-61页 |
| 第三章 抑制Sur1 对机械性牵张损伤血管内皮细胞的影响 | 第61-90页 |
| 3.1 引言 | 第61-62页 |
| 3.2 材料和方法 | 第62-73页 |
| 3.2.1 研究对象 | 第62页 |
| 3.2.2 主要仪器与试剂 | 第62-64页 |
| 3.2.3 bEnd.3 细胞培养与传代 | 第64页 |
| 3.2.4 细胞机械性牵张损伤模型建立 | 第64-65页 |
| 3.2.5 RNA 干扰实验 | 第65-66页 |
| 3.2.6 试剂配置及细胞药物处理方法 | 第66-67页 |
| 3.2.7 b End.3 细胞增殖/毒性实验 | 第67页 |
| 3.2.8 LDH试剂盒检测不同浓度格列本脲对牵张损伤造成的细胞毒性的影响 | 第67-68页 |
| 3.2.9 bEnd.3 细胞线粒体膜电位流式检测 | 第68页 |
| 3.2.10 bEnd.3 细胞线粒体分离 | 第68-69页 |
| 3.2.11 细胞TUNEL染色 | 第69-70页 |
| 3.2.12 细胞免疫荧光染色 | 第70页 |
| 3.2.13 细胞蛋白质提取 | 第70-71页 |
| 3.2.14 细胞蛋白印迹 | 第71-72页 |
| 3.2.15 细胞凋亡流式检测 | 第72页 |
| 3.2.16 统计方法 | 第72-73页 |
| 3.3 实验结果 | 第73-86页 |
| 3.3.1 机械性牵张损伤引起b End.3 细胞Sur1 蛋白表达增高 | 第73页 |
| 3.3.2 siRNA干扰效率验证结果 | 第73-75页 |
| 3.3.3 Sur1 siRNA处理b End.3 细胞减轻牵张损伤引起的细胞凋亡 | 第75-77页 |
| 3.3.4 不同浓度的格列本脲均未影响b End.3 细胞增殖 | 第77-78页 |
| 3.3.5 过高浓度的格列本脲不能减轻牵张损伤导致bEnd.3 细胞LDH的释放 | 第78-79页 |
| 3.3.6 格列本脲抑制Sur1 后减轻牵张损伤造成的bEnd.3 细胞线粒体膜电位下降 | 第79-80页 |
| 3.3.7 格列本脲缓解了牵张损伤导致的b End.3 细胞ZO-1 表达下降 | 第80-82页 |
| 3.3.8 抑制Sur1 有效减少牵张损伤导致的细胞凋亡 | 第82-83页 |
| 3.3.9 格列本脲抑制Sur1 后牵张损伤导致的凋亡相关蛋白表达降低 | 第83-84页 |
| 3.3.10 格列本脲降低bEnd.3 细胞JNK/c-jun以及p65 磷酸化水平 | 第84-86页 |
| 3.4 讨论 | 第86-89页 |
| 3.5 本章小结 | 第89-90页 |
| 第四章 抑制Sur1 缓解脂多糖诱导的BV2 细胞激活 | 第90-105页 |
| 4.1 引言 | 第90-91页 |
| 4.2 材料和方法 | 第91-95页 |
| 4.2.1 研究对象 | 第91页 |
| 4.2.2 主要仪器与试剂 | 第91-92页 |
| 4.2.3 BV2 细胞培养与传代 | 第92页 |
| 4.2.4 脂多糖诱导BV2 细胞激活模型建立 | 第92-93页 |
| 4.2.5 试剂配置及细胞药物处理方法 | 第93页 |
| 4.2.6 LDH试剂盒检测不同浓度格列本脲对牵张损伤造成的细胞毒性的影响 | 第93页 |
| 4.2.7 细胞钙离子染色 | 第93页 |
| 4.2.8 细胞DHE染色 | 第93-94页 |
| 4.2.9 细胞蛋白质提取 | 第94页 |
| 4.2.10 细胞蛋白印迹 | 第94-95页 |
| 4.2.11 统计方法 | 第95页 |
| 4.3 实验结果 | 第95-102页 |
| 4.3.1 LPS刺激后BV2 细胞Sur1 蛋白表达增高 | 第95-97页 |
| 4.3.2 抑制Sur1 降低激活的BV2 细胞炎症因子表达 | 第97-98页 |
| 4.3.3 格列本脲减少LPS刺激的BV2 细胞iNOS及 COX2 蛋白表达 | 第98-99页 |
| 4.3.4 抑制Sur1 降低LPS刺激的BV2 细胞内钙离子水平 | 第99-100页 |
| 4.3.5 抑制Sur1 降低了LPS刺激后BV2 细胞内超氧化物阴离子水平 | 第100-101页 |
| 4.3.6 格列本脲减轻p38/MAPK磷酸化水平 | 第101-102页 |
| 4.3.7 p38/MAPK信号通路可能参与了抑制Sur1 后减轻LPS诱导BV2 细胞激活 | 第102页 |
| 4.4 讨论 | 第102-104页 |
| 4.5 本章小结 | 第104-105页 |
| 全文总结 | 第105-107页 |
| 参考文献 | 第107-116页 |
| 致谢 | 第116-118页 |
| 攻读博士学位期间已发表或录用的论文 | 第118-120页 |
