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GRSF1介导miR-G-1通过上调TMED5和LMNB1促进宫颈癌细胞的恶性行为及核自噬

中文摘要第4-6页
Abstract第6-7页
缩略语第13-14页
前言第14-17页
    研究现状、成果第14-15页
    研究目的、方法第15-17页
一、分析并验证Flag-GRSF1免疫共沉淀-深度测序复合体中富集的新的miRNAs第17-26页
    1.1 材料和方法第17-21页
        1.1.1 实验材料第17-18页
        1.1.2 实验方法第18-21页
        1.1.3 统计学处理方法第21页
    1.2 结果第21-24页
        1.2.1 RIP实验提取的复合物中RNA的质量结果第21-22页
        1.2.2 热图分析RIP实验复合物高通量测序结果第22页
        1.2.3 在深度测序结果中分析新的miRNAs碱基序列分布第22-23页
        1.2.4 GO和KEGG软件分析高通量测序结果中新的miRNAs靶基因分布情况第23-24页
    1.3 讨论第24-25页
    1.4 小结第25-26页
二、实验验证未知miRNAs的存在性及解析miR-G-1的表达第26-38页
    2.1 材料和方法第26-33页
        2.1.1 实验材料第26-29页
        2.1.2 实验方法第29-33页
        2.1.3 统计学处理方法第33页
    2.2 结果第33-36页
        2.2.1 12个新的miRNAs在HeLa细胞中的分布第33-34页
        2.2.2 生物学软件结合测序结果预测miR-G-1的前体结果及成熟提序列第34页
        2.2.3 Northernblot验证miR-G-1的存在第34页
        2.2.4 HeLa和S12中检测miR-G-1-3p和miR-G-1-5p的表达水平第34-35页
        2.2.5 不同肿瘤细胞系中miR-G-1-5p的表达水平第35页
        2.2.6 宫颈癌患者的血清样本及组织样本中miR-G-1-5p的表达水平第35-36页
    2.3 讨论第36-37页
    2.4 小结第37-38页
三、miR-G-1作为促癌基因在宫颈癌细胞中发挥着重要作用第38-61页
    3.1 材料与方法第38-52页
        3.1.1 实验材料第38-39页
        3.1.2 实验方法第39-52页
        3.1.3 统计学处理方法第52页
    3.2 结果第52-59页
        3.2.1 过表达质粒pri-miR-G-1和敲降质粒Anti-miR-G-1的有效性第52-53页
        3.2.2 miR-G-1促进宫颈癌细胞的生长活性第53页
        3.2.3 miR-G-1促进HeLa和C33A细胞的集落形成能力第53-54页
        3.2.4 miR-G-1促进宫颈癌细胞的EdU嵌合率第54-55页
        3.2.5 miR-G-1促进宫颈癌细胞的周期进程第55页
        3.2.6 miR-G-1抑制了Hela和C33A细胞的细胞凋亡第55-56页
        3.2.7 miR-G-1抑制宫颈癌细胞的失巢凋亡第56-57页
        3.2.8 miR-G-1加快EMT过程第57-58页
        3.2.9 miR-G-1促进宫颈癌细胞的细胞核自噬行为第58-59页
    3.3 讨论第59-60页
    3.4 小结第60-61页
四、miR-G-1靶基因的预测和确定第61-72页
    4.1 材料与方法第61-65页
        4.1.1 实验材料第61页
        4.1.2 miR-G-1候选靶基因的筛选第61-65页
        4.1.3 统计学处理方法第65页
    4.2 结果第65-70页
        4.2.1 生物信息学软件预测miR-G-1的靶基因第65-67页
        4.2.2 荧光报告系统实验验证miR-G-1对预测候选靶基因的直接靶定作用第67页
        4.2.3 荧光报告载体的Westernblot实验验证TMED5和LMNB1是miR-G-1的直接靶基因第67-68页
        4.2.4 miR-G-1上调LMNB1和TMED5 mRNA的表达水平第68-69页
        4.2.5 miR-G-1上调靶基因LMNB1和TMED5蛋白的表达第69页
        4.2.6 miR-G-1在体内能促进LMNB1和TMED5的表达第69-70页
    4.3 讨论第70-71页
    4.4 小结第71-72页
五、TMED5在宫颈癌细胞中所起的作用第72-81页
    5.1 实验材料与实验方法第72-74页
        5.1.1 实验材料第72页
        5.1.2 实验方法第72-74页
        5.1.3 统计学处理方法第74页
    5.2 结果第74-80页
        5.2.1 pTMED5和shR-TMED5质粒的有效性验证第74-75页
        5.2.2 TMED5对HeLa和C33A细胞生长活性的影响第75-76页
        5.2.3 TMED5对HeLa和C33A细胞增殖能力的影响第76-77页
        5.2.4 TMED5促进HeLa和C33A细胞周期G1期向S/G2期的转换第77-78页
        5.2.5 TMED5抑制HeLa和C33A细胞的凋亡第78页
        5.2.6 TMED5促进宫颈癌细胞的迁移侵袭能力…第78-79页
        5.2.7 TMED5促进HeLa细胞的上皮-间质转化过程第79-80页
        5.2.8 TMED5的表达量与宫颈癌患者的恶性程度相关第80页
    5.3 讨论第80页
    5.4 小结第80-81页
六、TMED5和WNT7B相互作用调控WNT信号通路第81-90页
    6.1 材料与方法第81-83页
        6.1.1 实验材料第81-82页
        6.1.2 实验方法第82-83页
    6.2 实验结果第83-88页
        6.2.1 STRING预测TMED5的相互作用蛋白第83页
        6.2.2 免疫荧光实验分析TMED5和WNT7B在细胞内的分布情况第83-84页
        6.2.3 免疫共沉淀实验验证TMED5和WNT7B的相互作用第84页
        6.2.4 TMED5能够促进WNT7B的表达第84-85页
        6.2.5 免疫荧光实验检测β-catenin的分布及表达量第85-86页
        6.2.6 TMED5对WNT信号通路相关蛋白的影响第86-87页
        6.2.7 TMED5对TOP/FOP报告系统活性的影响第87-88页
    6.3 讨论第88-89页
    6.4 小结第89-90页
七.miR-G-1通过LMNB1调控宫颈癌细胞的核自噬行为进而影响了DNA损伤复第90-97页
    7.1 材料与方法第90-93页
        7.1.1 实验材料第90-91页
        7.1.2 实验方法第91-92页
        7.1.3 统计学处理方法实验第92-93页
    7.2 结果第93-95页
        7.2.1 免疫荧光检测LMNB1对HeLa细胞核自噬行为的影响第93页
        7.2.2 Westernblot实验检测LMNB1对自噬相关蛋白的影响第93-94页
        7.2.3 LMNB1对DNA损伤修复相关基因的影响第94-95页
    7.3 讨论第95-96页
    7.4 小结第96-97页
八.GRSF1介导miR-G-1上调其靶基因TMED5和LMNB1第97-105页
    8.1 材料与方法第97-100页
        8.1.2 实验方法第98-100页
    8.2 实验结果第100-103页
        8.2.1 GRSF1介导miR-G-1上调TMED5和LMNB1第100页
        8.2.2 shR-GRSF1在HeLa细胞的敲降效率第100-101页
        8.2.3 敲降GRSF1的HeLa细胞中荧光报告基因系统中EGFP的表达….….第101页
        8.2.4 我们构建并验证GRSF1的4个分片段的有效性第101-102页
        8.2.5 EMSA检测GRSF1与miR-G-1的结合第102页
        8.2.6 EMSA检测GRSF1的4个分片段与miR-G-1的结合第102-103页
    8.3 讨论第103-104页
    8.4 小结第104-105页
全文结论第105-106页
本文创新点第106-107页
参考文献第107-116页
发表论文和参加科研情况说明第116-118页
综述 非编码小RNA调控其靶基因表达的分子机制及自噬行为的研究进展第118-135页
    综述参考文献第125-135页
致谢第135-136页
个人简历第136页

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