| 中文摘要 | 第12-13页 |
| 英文摘要 | 第13页 |
| 第一章 文献综述 | 第14-28页 |
| 1.1 乳腺癌及其分型 | 第14页 |
| 1.2 乳腺癌转移机制 | 第14-19页 |
| 1.2.1 发展模型 | 第14-15页 |
| 1.2.2 临时隔间模型 | 第15页 |
| 1.2.3 融合模型 | 第15页 |
| 1.2.4 基因转移模型 | 第15-16页 |
| 1.2.5 早期癌变模型 | 第16-17页 |
| 1.2.6 上皮细胞-间质细胞转化模型(Epithelial-Mesenchymal Transition，EMT) | 第17-19页 |
| 1.2.7 循环肿瘤细胞(CTCs)作为对EMT的补充 | 第19页 |
| 1.3 EMT的三种类型及其相反的MET过程 | 第19-20页 |
| 1.3.1 EMT的三种类型 | 第19-20页 |
| 1.3.2 MET作为EMT的反过程 | 第20页 |
| 1.4 EMT的标记物 | 第20-22页 |
| 1.4.1 细胞表面标记物 | 第20-21页 |
| 1.4.2 细胞骨架标记物 | 第21页 |
| 1.4.3 细胞外基质标记物 | 第21-22页 |
| 1.4.4 EMT相关的调控因子 | 第22页 |
| 1.5 E-cadherin与EMT调控 | 第22-25页 |
| 1.5.1 E-cadherin | 第22页 |
| 1.5.2 E-cadherin参与调控EMT | 第22-24页 |
| 1.5.3 TGF-β参与EMT调控 | 第24-25页 |
| 1.6 E-cadherin与癌细胞转移的关系 | 第25-26页 |
| 1.6.1 E-cadherin的缺失与癌细胞侵润的关系 | 第25页 |
| 1.6.2 E-cadherin的表达与癌细胞转移的关系 | 第25-26页 |
| 1.7 双荧光载体用于对E-cadherin的细胞标记 | 第26-28页 |
| 第二章 双荧光蛋白报告基因载体的构建 | 第28-33页 |
| 2.1 材料 | 第28页 |
| 2.1.1 试验材料 | 第28页 |
| 2.1.2 试剂 | 第28页 |
| 2.1.3 仪器 | 第28页 |
| 2.1.4 培养基 | 第28页 |
| 2.2 方法 | 第28-32页 |
| 2.2.1 Kozak-mcherry-ployA片段的克隆 | 第28-29页 |
| 2.2.2 TATA-Kozak-mcherry-ployA片段的克隆 | 第29页 |
| 2.2.3 CAAT-TATA-Kozak-mcherry-ployA片段的克隆 | 第29-30页 |
| 2.2.4 pmCherry-pluspEGFP-N1载体的构建 | 第30页 |
| 2.2.5 pEF1片段的克隆 | 第30页 |
| 2.2.6 pEF1-pmCherry- pluspEGFP-N1载体的构建 | 第30-31页 |
| 2.2.7 重组质粒转染4T1细胞和共聚焦显微镜检测荧光蛋白活性 | 第31-32页 |
| 2.3 结果 | 第32-33页 |
| 2.3.1 pEF1-pmCherry- pluspEGFP-N1载体可以同时表达两种荧光蛋白 | 第32-33页 |
| 第三章 小鼠CDH1启动子驱动的双荧光蛋白报告基因载体的构建及活性检测 | 第33-52页 |
| 3.1 材料 | 第33-34页 |
| 3.1.1 试验材料 | 第33页 |
| 3.1.2 试验主要试剂 | 第33页 |
| 3.1.3 试验仪器 | 第33页 |
| 3.1.4 培养基 | 第33-34页 |
| 3.1.5 试验耗材 | 第34页 |
| 3.1.6 网络资源及软件 | 第34页 |
| 3.2 方法 | 第34-41页 |
| 3.2.1 CDH1启动子(500bp、1000bp)引物设计 | 第34-35页 |
| 3.2.2 4T1细胞复苏 | 第35页 |
| 3.2.3 4T1细胞培养 | 第35页 |
| 3.2.4 4T1细胞基因组DNA提取 | 第35-36页 |
| 3.2.5 CDH1启动子(500、1000bp)扩增 | 第36页 |
| 3.2.6 构建pMD19-T Simple/CDH1 Promoter(500bp、1000bp)克隆载体 | 第36-38页 |
| 3.2.7 双酶切pMD19-T Simple/CDH1 Promoter(500bp、1000bp)克隆载体和pEF1-pmCherry-pluspEGFP-N1(双荧光载体) | 第38-39页 |
| 3.2.8 构建pEF1-pmCherry- pluspEGFP-N1/CDH1 Prompter(500bp)、pEF1-pmCherry- pluspEGFP-N1/CDH1 Promoter(1000bp)重组质粒 | 第39页 |
| 3.2.9 pEF1-pmCherry- pluspEGFP-N1/CDH1 Promoter(500bp、1000bp)重组质粒测序鉴定 | 第39-40页 |
| 3.2.10 重组质粒转染4T1细胞和共聚焦显微镜检测荧光蛋白活性 | 第40-41页 |
| 3.3 结果 | 第41-52页 |
| 3.3.1 4T1细胞基因组DNA提取 | 第41-42页 |
| 3.3.2 CDH1基因启动子(500bp、1000bp)扩增 | 第42页 |
| 3.3.3 pMD19-T Simple/CDH1 Promoter(500bp、1000bp)菌落PCR鉴定 | 第42-44页 |
| 3.3.4 pMD19-T Simple/CDH1 Promoter(500bp、1000bp)载体和pEF1-pmCherry- pluspEGFP-N1双酶切结果 | 第44-45页 |
| 3.3.5 pEF1-pmCherry- pluspEGFP-N1/CDH1 Promoter(500bp、1000bp)重组质粒菌落PCR及双酶切鉴定结果 | 第45-48页 |
| 3.3.6 pEF1-pmCherry- pluspEGFP-N1/CDH1 Promoter(500bp、1000bp)重组质粒测序鉴定 | 第48-50页 |
| 3.3.7 荧光蛋白活性的共聚焦显微镜检测 | 第50页 |
| 3.3.8 启动子区域转录因子结合位点分析 | 第50-52页 |
| 第四章 CDH1阳性细胞和CDH1阴性细胞流式分选及体外培养观察 | 第52-56页 |
| 4.1 材料 | 第52页 |
| 4.1.1 试验材料 | 第52页 |
| 4.1.2 试验主要试剂 | 第52页 |
| 4.1.3 试验仪器 | 第52页 |
| 4.1.4 培养基 | 第52页 |
| 4.2 方法 | 第52-54页 |
| 4.2.1 4T1细胞培养及pEF1-pmCherry- pluspEGFP-N1/CDH1 Promoter(1000bp)转染 | 第52-53页 |
| 4.2.2 分选前的细胞准备 | 第53页 |
| 4.2.3 流式分选 | 第53页 |
| 4.2.4 分选后的细胞培养 | 第53-54页 |
| 4.3 结果 | 第54-56页 |
| 4.3.1 E-cadherin阳性细胞和E-cadherin阴性细胞的流式分选结果 | 第54页 |
| 4.3.2 E-cadherin阳性细胞和E-cadherin阴性细胞培养观察 | 第54-56页 |
| 第五章 讨论与结论 | 第56-59页 |
| 5.1 讨论 | 第56-58页 |
| 5.1.1 E-cadherin的缺失是EMT及转移的必要不充分条件 | 第56-57页 |
| 5.1.2 转移灶处有诱导E-cadherin表达的反式作用因子导致其在转移灶高表达 | 第57页 |
| 5.1.3 E-cadherin是多条癌细胞通路的下游调控靶基因 | 第57-58页 |
| 5.2 结论 | 第58-59页 |
| 参考文献 | 第59-67页 |
| 附录 | 第67-68页 |
| 致谢 | 第68-69页 |
| 攻读硕士学位期间发表文章 | 第69页 |
