| 摘要 | 第3-5页 |
| ABSTRACT | 第5-7页 |
| 第一章 绪论 | 第14-25页 |
| 1.1 无机纳米粒子在肿瘤诊疗中的应用 | 第15-17页 |
| 量子点 | 第15-16页 |
| 纳米金 | 第16-17页 |
| 以碳纳米管、石墨烯为纳米载体的诊疗试剂 | 第17页 |
| 1.2 生物可降解纳米粒子在肿瘤诊疗中的应用 | 第17-23页 |
| 1.2.1 纳米蛋白载体 | 第18-20页 |
| 1.2.2 核酸载体 | 第20-22页 |
| 1.2.3 纳米脂质体 | 第22-23页 |
| 1.3 选题意义和设计思路 | 第23-24页 |
| 1.4 论文创新点 | 第24-25页 |
| 第二章 靶向性牛血清白蛋白纳米载药体系作为放疗增敏剂的制备及其机理研究 | 第25-51页 |
| 2.1 引言 | 第25-27页 |
| 2.2 实验仪器及试剂 | 第27-28页 |
| 2.2.1 实验仪器 | 第27-28页 |
| 2.2.2 实验试剂 | 第28页 |
| 2.3 实验方法 | 第28-33页 |
| 2.3.1 FA-BSANP@Se的制备 | 第28-29页 |
| 2.3.2 FA-BSANP@Se的形貌和结构表征 | 第29页 |
| 2.3.3 细胞系及细胞培养方法 | 第29页 |
| 2.3.4 FA-BSANP@Se的细胞吸收实验 | 第29页 |
| 2.3.5 过量叶酸竞争实验 | 第29-30页 |
| 2.3.6 细胞活性检测 | 第30页 |
| 2.3.7 FA-BSANP@Se在细胞内的定位 | 第30页 |
| 2.3.8 体外释放实验 | 第30页 |
| 2.3.9 克隆形成实验 | 第30页 |
| 2.3.10 细胞周期分析 | 第30-31页 |
| 2.3.11 TUNEL&DAPI双染法检测DNA断裂 | 第31页 |
| 2.3.12 细胞内/外活性氧水平检测 | 第31页 |
| 2.3.13 Western blotting检测叶酸受体、凋亡和周期阻滞相关蛋白的表达 | 第31-32页 |
| 2.3.14 统计分析 | 第32-33页 |
| 2.4 实验结果与讨论 | 第33-50页 |
| 2.4.1 FA-BSANP@Se的制备与化学表征 | 第33-35页 |
| 2.4.2 FA-BSANP@Se的选择性吸收及抗肿瘤活性 | 第35-38页 |
| 2.4.3 FA-BSANP@Se联合X射线增强对Hela细胞的抗肿瘤活性 | 第38-40页 |
| 2.4.4 FA-BSANP@Se联合X射线抑制Hela细胞增殖 | 第40-44页 |
| 2.4.5 FA-BSANP@PSeD的放疗增敏机制 | 第44-50页 |
| 2.5 本章小结 | 第50-51页 |
| 第三章 藻蓝蛋白纳米粒子作为新型载药系统的制备及其在扭转肿瘤耐药方面的应用 | 第51-83页 |
| 3.1 引言 | 第51-53页 |
| 3.2 实验仪器及试剂 | 第53页 |
| 3.2.1 实验仪器 | 第53页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第53页 |
| 3.3 实验方法 | 第53-59页 |
| 3.3.1 藻蓝蛋白纳米粒子（PCNPs）的制备 | 第53页 |
| 3.3.2 FA-EDC的制备 | 第53-54页 |
| 3.3.3 FA-PCNP@DOX的合成 | 第54页 |
| 3.3.4 FA-PCNP@DOX的形貌和结构表征 | 第54页 |
| 3.3.5 PCNPs的交联度和载药量测定 | 第54页 |
| 3.3.6 细胞系及细胞培养方法 | 第54页 |
| 3.3.7 FA-PCNP@DOX的抗肿瘤活性检测 | 第54-55页 |
| 3.3.8 FA-PCNP@DOX在耐药细胞的吸收和滞留效率 | 第55页 |
| 3.3.9 过量叶酸竞争实验 | 第55页 |
| 3.3.10 FA-PCNP@DOX在细胞内的定位 | 第55页 |
| 3.3.11 FA-PCNP@DOX的胞吞机制 | 第55-56页 |
| 3.3.12 基因敲除实验 | 第56页 |
| 3.3.13 体外释放实验 | 第56-57页 |
| 3.3.14 细胞周期分析 | 第57页 |
| 3.3.15 Mitotracker&DAPI双染法检测线粒体断裂 | 第57页 |
| 3.3.16 细胞内活性氧检测 | 第57页 |
| 3.3.17 Caspase活性检测 | 第57页 |
| 3.3.18 Western blotting检测叶酸受体和凋亡相关蛋白的表达 | 第57页 |
| 3.3.19 药代动力学分析 | 第57-58页 |
| 3.3.20 RHepG2荷瘤裸鼠模型的建立及活体成像实验 | 第58页 |
| 3.3.21 血液生化指标检测 | 第58页 |
| 3.3.22 H&E染色 | 第58页 |
| 3.3.23 免疫组织化学实验 | 第58页 |
| 3.3.24 建立肿瘤球模型 | 第58-59页 |
| 3.3.25 统计学分析 | 第59页 |
| 3.4 实验结果与讨论 | 第59-82页 |
| 3.4.1 FA-PCNP@DOX的制备与化学表征 | 第59-62页 |
| 3.4.2 FA-PCNP@DOX对正常细胞和肿瘤细胞的选择性 | 第62-65页 |
| 3.4.3 FA-PCNP@DOX的体外释药机制 | 第65-66页 |
| 3.4.4 FA-PCNP@DOX的细胞内定位及胞吞机制 | 第66-69页 |
| 3.4.5 FA-PCNP@DOX扭转RHepG2细胞耐药的机制 | 第69-72页 |
| 3.4.6 FA-PCNP@DOX引起RHepG 2 凋亡的机制 | 第72-74页 |
| 3.4.7 FA-PCNP@DOX通过上调胞内活性氧水平引发RHepG2细胞凋亡 | 第74-77页 |
| 3.4.8 FA-PCNP@DOX在体内的组织分布特性 | 第77-80页 |
| 3.4.9 FA-PCNP@DOX对RHepG 2 肿瘤球生长的抑制作用及其机体毒性检测 | 第80-82页 |
| 3.5 本章小结 | 第82-83页 |
| 第四章 藻蓝蛋白纳米载药系统改善金属配合物血液相容性和抗宫颈癌活性的研究 | 第83-101页 |
| 4.1 引言 | 第83-85页 |
| 4.2 实验仪器及试剂 | 第85页 |
| 4.3 实验方法 | 第85-87页 |
| 4.3.1 藻蓝蛋白纳米粒子（PCNPs）的制备 | 第85页 |
| 4.3.2 PCNP@Ru的制备 | 第85页 |
| 4.3.3 cRGD-PCNP@Ru的合成 | 第85页 |
| 4.3.4 cRGD-PCNP@Ru的形貌和结构表征 | 第85页 |
| 4.3.5 细胞系及细胞培养方法 | 第85页 |
| 4.3.6 血液相容性检测 | 第85-86页 |
| 4.3.7 cRGD-PCNP@Ru的抗肿瘤活性检测 | 第86页 |
| 4.3.8 cRGD-PCNP@Ru在耐药细胞的吸收和滞留效率 | 第86页 |
| 4.3.9 过量叶酸竞争实验 | 第86页 |
| 4.3.10 cRGD-PCNP@Ru在细胞内的定位检测 | 第86页 |
| 4.3.11 cRGD-PCNP@Ru的胞吞机制 | 第86页 |
| 4.3.12 体外释放实验 | 第86页 |
| 4.3.13 细胞周期分析 | 第86页 |
| 4.3.14 Mitotracker&DAPI双染法检测线粒体断裂 | 第86页 |
| 4.3.15 细胞内活性氧检测 | 第86页 |
| 4.3.16 Caspase活性检测 | 第86页 |
| 4.3.17 Western blotting检测细胞表面整合素的表达 | 第86页 |
| 4.3.18 建立肿瘤球模型 | 第86页 |
| 4.3.19 统计学分析 | 第86-87页 |
| 4.4 实验结果与讨论 | 第87-99页 |
| 4.4.1 cRGD-PCNP@Ru的制备与化学表征 | 第87-88页 |
| 4.4.2 cRGD-PCNP@Ru对RuPOP诱导血红细胞损伤的影响 | 第88-90页 |
| 4.4.3 cRGD-PCNP@Ru的选择性吸收机制 | 第90-92页 |
| 4.4.4 cRGD-PCNP@Ru在Caski细胞内的定位、胞吞和释药机制 | 第92-95页 |
| 4.4.5 cRGD-PCNP@Ru抑制宫颈癌细胞增殖的机制 | 第95-99页 |
| 4.5 本章小结 | 第99-101页 |
| 第五章 DNA折纸技术在提高金属配合物肿瘤诊疗效果中的应用 | 第101-130页 |
| 5.1 引言 | 第101-102页 |
| 5.2 实验仪器与试剂 | 第102页 |
| 5.2.1 实验仪器 | 第102页 |
| 5.2.2 实验试剂 | 第102页 |
| 5.3 实验方法 | 第102-106页 |
| 5.3.1 不同形状DNA origami的合成 | 第102-103页 |
| 5.3.2 DNA origami的结构和形貌表征 | 第103页 |
| 5.3.3 凝胶电泳实验 | 第103页 |
| 5.3.4 RuPOP和Bio-cage相互作用的紫外可见光谱研究 | 第103页 |
| 5.3.5 RuPOP对Bio-cage粘度影响的测定 | 第103-104页 |
| 5.3.6 细胞培养 | 第104页 |
| 5.3.7 Bio-cage@Ru的细胞吸收和停留实验 | 第104页 |
| 5.3.8 肿瘤细胞和正常细胞的共培养实验 | 第104页 |
| 5.3.9 MTT比色法检测细胞活力 | 第104页 |
| 5.3.10 Western blotting检测细胞表面FARs的表达 | 第104页 |
| 5.3.11 Bio-cage@Ru在HepG 2 细胞内的定位 | 第104页 |
| 5.3.12 Bio-cage@Ru的酶响应释药行为 | 第104-105页 |
| 5.3.13 细胞周期分析 | 第105页 |
| 5.3.14 Mitotracker & Hoechst染色实验 | 第105页 |
| 5.3.15 细胞内活性氧检测 | 第105页 |
| 5.3.16 荷瘤裸鼠模型的建立及活体成像实验 | 第105页 |
| 5.3.17 Bio-cage@Ru的体内抗肿瘤活性检测 | 第105页 |
| 5.3.18 H&E染色和免疫组织化学实验 | 第105页 |
| 5.3.19 血液指标检测 | 第105页 |
| 5.3.20 统计学分析 | 第105-106页 |
| 5.4 实验结果与讨论 | 第106-129页 |
| 5.4.1 Bio-cage@Ru的形貌及结构表征 | 第106-113页 |
| 5.4.2 Bio-cage@Ru的靶向抗肿瘤机制 | 第113-117页 |
| 5.4.3 Bio-cage@Ru的核定位释放行为 | 第117-121页 |
| 5.4.4 Bio-cage@Ru抑制HepG2细胞增殖的机制 | 第121-123页 |
| 5.4.5 Bio-cage@Ru的体内抗肿瘤活性及相关机制 | 第123-126页 |
| 5.4.6 Bio-cage@Ru的机体毒性评价 | 第126-129页 |
| 5.5 本章小结 | 第129-130页 |
| 第六章 结论和展望 | 第130-132页 |
| 参考文献 | 第132-140页 |
| 在学期间发表的论文和专利 | 第140-142页 |
| 致谢 | 第142-143页 |
