| 摘要 | 第4-5页 |
| Abstract | 第5页 |
| 第一章 前言 | 第12-23页 |
| 1.1 细胞坏死 | 第12-15页 |
| 1.1.1 细胞坏死概述 | 第12页 |
| 1.1.2 细胞坏死的信号转导 | 第12-14页 |
| 1.1.2.1 RIP3是细胞坏死过程中的关键蛋白 | 第13-14页 |
| 1.1.2.2 MLKL是RIP3下游的关键蛋白 | 第14页 |
| 1.1.3 细胞坏死的生理意义 | 第14-15页 |
| 1.2 DNA甲基化概述 | 第15-18页 |
| 1.2.1 DNMT1 | 第16-17页 |
| 1.2.2 DNMT3 | 第17页 |
| 1.2.3 DNA去甲基化 | 第17-18页 |
| 1.3 异柠檬酸脱氢酶 | 第18-21页 |
| 1.3.1 IDH突变的发现 | 第19-20页 |
| 1.3.2 IDH突变的功能 | 第20-21页 |
| 1.4 立题背景 | 第21-23页 |
| 第二章 材料与方法 | 第23-43页 |
| 2.1 实验材料 | 第23页 |
| 2.2 实验仪器 | 第23-24页 |
| 2.3 分子克隆相关实验方法 | 第24-32页 |
| 2.3.1 表达载体 | 第24-25页 |
| 2.3.2 RNA干扰载体 | 第25-27页 |
| 2.3.3 聚合酶链式反应PCR | 第27页 |
| 2.3.4 DNA电泳及片段回收 | 第27-28页 |
| 2.3.5 DNA连接反应 | 第28页 |
| 2.3.6 连接酶非依赖性克隆(Ligase Independent Clone, LIC) | 第28-29页 |
| 2.3.7 小量提取质粒 | 第29页 |
| 2.3.8 中量提取质粒 | 第29-30页 |
| 2.3.9 基因组的提取 | 第30页 |
| 2.3.10 RNA提取和实时荧光定量PCR | 第30-32页 |
| 2.4 细胞实验相关方法 | 第32-35页 |
| 2.4.1 细胞培养 | 第32-33页 |
| 2.4.2 细胞的冻存和复苏 | 第33页 |
| 2.4.3 磷酸钙转染DNA | 第33-34页 |
| 2.4.4 电穿孔转染DNA | 第34页 |
| 2.4.5 慢病毒的包装和感染 | 第34-35页 |
| 2.4.6 流式细胞术检测细胞存活率 | 第35页 |
| 2.5 蛋白纯化及蛋白质相关实验 | 第35-38页 |
| 2.5.1 原核细胞中融合蛋白的纯化 | 第35-36页 |
| 2.5.2 免疫共沉淀 | 第36-37页 |
| 2.5.3 SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳和蛋白质免疫印迹 | 第37页 |
| 2.5.4 药物亲和反应的靶点稳定性(DARTS) | 第37-38页 |
| 2.6 表观遗传相关实验 | 第38-39页 |
| 2.6.1 DNA甲基化水平的检测 | 第38页 |
| 2.6.2 染色质免疫沉淀(Chromatin Immunoprecipitation,ChIP) | 第38-39页 |
| 2.7 肿瘤形成实验 | 第39页 |
| 2.8 体外DNMT1活性实验 | 第39-40页 |
| 2.9 双重荧光素报告系统 | 第40-43页 |
| 2.9.1 荧光素酶载体 | 第41-42页 |
| 2.9.2 Ga14-DNMT1质粒的构建 | 第42页 |
| 2.9.3 双重荧光素报告系统 | 第42-43页 |
| 第三章 结果与讨论 | 第43-76页 |
| 3.1 IDH1第132位突变会抑制MEF细胞中的细胞坏死 | 第43-45页 |
| 3.2 2-HG会抑制TNF引起的细胞坏死 | 第45-47页 |
| 3.3 2-HG通过下调RIP3的表达量来抑制细胞坏死 | 第47-50页 |
| 3.4 IDH1 R132突变会增强RIP3启动子的甲基化水平 | 第50-52页 |
| 3.5 DNMT1是2-HG下调RIP3表达量所必须的关键蛋白 | 第52-62页 |
| 3.5.1 TET2不参与2-HG对RIP3表达量的调节过程 | 第52-53页 |
| 3.5.2 KDM2A、KDM2B不参与2-HG对RIP3表达量的调节过程 | 第53-56页 |
| 3.5.3 KDM4C不参与2-HG对RIP3表达量的调节过程 | 第56-57页 |
| 3.5.4 5-AD会抑制2-HG对RIP3表达量的下调作用 | 第57-58页 |
| 3.5.5 DNMT1参与2-HG对RIP3表达量的调节过程 | 第58-60页 |
| 3.5.6 DNMT3a不参与2-HG对RIP3表达量的调节过程 | 第60-61页 |
| 3.5.7 DNMT3b不参与2-HG对RIP3表达量的调节过程 | 第61-62页 |
| 3.6 2-HG促进DNMT1与RIP3启动子的结合 | 第62-67页 |
| 3.6.1 2-HG不影响DNMT1的蛋白量 | 第62页 |
| 3.6.2 2-HG能够结合DNMT1 | 第62-63页 |
| 3.6.3 2-HG不影响DNMT1的活性 | 第63页 |
| 3.6.4 2-HG不影响DNMT1对RIP3启动子区域的甲基化能力 | 第63-65页 |
| 3.6.5 IDH1突变会促进DNMT1与RIP3启动子的结合 | 第65-66页 |
| 3.6.6 2-HG会促进DNMT1与RIP3启动子的结合 | 第66-67页 |
| 3.7 RIP3的下调有助于IDH1突变导致的成瘤 | 第67-73页 |
| 3.7.1 神经胶质瘤中IDH1突变和RIP3下调具有相关性 | 第67-68页 |
| 3.7.2 细胞坏死的抑制可以促进IDH1突变导致的成瘤 | 第68-73页 |
| 3.7.2.1 IDH1突变的细胞成瘤性更强 | 第68-69页 |
| 3.7.2.2 RIP3会抑制细胞的成瘤性 | 第69-71页 |
| 3.7.2.3 细胞坏死的抑制会促进细胞的成瘤性 | 第71-73页 |
| 3.8 小结与讨论 | 第73-76页 |
| 参考文献 | 第76-81页 |
| 致谢 | 第81页 |
