| 摘要 | 第4-5页 |
| Abstract | 第5-6页 |
| 前言 | 第12-14页 |
| 第一章 ICA与PSO对CPA干预下BMSCs细胞活力的影响 | 第14-21页 |
| 1.1 材料与方法 | 第14-17页 |
| 1.1.1 实验材料 | 第14-15页 |
| 1.1.1.1 实验动物及细胞 | 第14页 |
| 1.1.1.2 主要试剂及药物 | 第14页 |
| 1.1.1.3 实验仪器 | 第14-15页 |
| 1.1.2 实验方法与检测指标 | 第15-17页 |
| 1.1.2.1 实验试剂及药物的配制 | 第15页 |
| 1.1.2.2 小鼠BMSCs的分离与培养 | 第15-16页 |
| 1.1.2.3 细胞活力检测 | 第16-17页 |
| 1.1.2.3.1 MTT法检测ICA与PSO对BM SCs细胞活力 | 第16页 |
| 1.1.2.3.2 MTT法检测ICA与PSO对CPA诱导下BMSCs细胞活力 | 第16-17页 |
| 1.1.3 统计学分析 | 第17页 |
| 1.2 实验结果 | 第17-19页 |
| 1.2.1 ICA对BMSCs的细胞存活率影响 | 第17页 |
| 1.2.2 PSO对BMSCs存活率的影响 | 第17-18页 |
| 1.2.3 ICA对CPA诱导下细胞存活率的影响 | 第18-19页 |
| 1.2.4 PSO对CPA诱导下BMSCs细胞存活率的影响 | 第19页 |
| 1.3 讨论 | 第19-21页 |
| 第二章 ICA与PSO对CPA导致BMSCs成骨分化障碍的影响 | 第21-35页 |
| 2.1 材料与方法 | 第21-29页 |
| 2.1.1 实验材料 | 第21-22页 |
| 2.1.1.1 实验动物及细胞 | 第21页 |
| 2.1.1.2 实验试剂及药物 | 第21-22页 |
| 2.1.1.3 主要实验仪器 | 第22页 |
| 2.1.2 实验方法与检测指标 | 第22-29页 |
| 2.1.2.1 实验试剂的配制 | 第22-24页 |
| 2.1.2.2 小鼠BMSCs的分离与培养 | 第24页 |
| 2.1.2.3 CPA导致BMSCs成骨分化障碍细胞模型的制备及药物干预 | 第24页 |
| 2.1.2.4 成骨功能检测 | 第24-25页 |
| 2.1.2.5 RT-PCR检测成骨分化相关指标 | 第25-27页 |
| 2.1.2.6 Western-blot检测成骨分化相关指标 | 第27-29页 |
| 2.1.3 统计学分析 | 第29页 |
| 2.2 实验结果 | 第29-32页 |
| 2.2.1 成骨功能检测结果 | 第29-30页 |
| 2.2.1.1 不同浓度ICA对CPA诱导BMSCs成骨分化障碍的影响 | 第29-30页 |
| 2.2.1.2 不同浓度PSO对CPA导致BM SCs成骨分化障碍的影响 | 第30页 |
| 2.2.2 RT-PCR检测成骨分化相关指标结果 | 第30-31页 |
| 2.2.2.1 ICA对CPA导致BMSCs成骨分化障碍过程中AIP、OC、Runx2 mRNA表达的影响 | 第30-31页 |
| 2.2.2.2 PSO对CPA导致BMSCs成骨分化障碍过程中Runx2、OC mRNA表达的影响 | 第31页 |
| 2.2.3 Western-blot检测成骨分化相关指标结果 | 第31-32页 |
| 2.2.3.1 ICA对CPA导致BMSCs成骨分化障碍过程中Runx2蛋白表达的影响 | 第31-32页 |
| 2.2.3.2 PSO对CPA导致BMSCs细胞成骨分化障碍过程中Runx2蛋白表达的影响 | 第32页 |
| 2.3 讨论 | 第32-35页 |
| 第三章 ICA与PSO对CPA导致BMSCs成骨分化障碍过程中Wnt/β-catenin信号通路的影响 | 第35-44页 |
| 3.1 材料与方法 | 第35-37页 |
| 3.1.1 实验材料 | 第35页 |
| 3.1.1.1 实验动物及细胞 | 第35页 |
| 3.1.1.2 主要实验试剂及药物 | 第35页 |
| 3.1.1.3 主要实验仪器 | 第35页 |
| 3.1.2 实验方法及检测指标 | 第35-37页 |
| 3.1.2.1 实验试剂的配制 | 第35-36页 |
| 3.1.2.2 小鼠BMSCs的分离与培养 | 第36页 |
| 3.1.2.3 RT-PCR检测Wnt/β-catenin信号通路相关信号分子的表达 | 第36-37页 |
| 3.1.2.4 Western-blot检测Wnt/β-catenin信号通路相关信号分子的表达 | 第37页 |
| 3.1.3 统计学分析 | 第37页 |
| 3.2 实验结果 | 第37-41页 |
| 3.2.1 ICA对CPA导致BMSCs成骨分化障碍过程中Wnt/β-catenin信号通路的影响 | 第37-40页 |
| 3.2.1.1 ICA对CPA导致BMSCs成骨分化障碍过程中Wnt4、β-catenin、cyclin D1 mRNA表达的影响 | 第37-38页 |
| 3.2.1.2 ICA对CPA导致BMSC成骨分化障碍过程中activeβ-catenin、o-myc、cyclinD1蛋白表达的影响 | 第38-39页 |
| 3.2.1.3 ICA对CPA导致BMSCs成骨分化障碍过程中DKK1蛋白表达的影响 | 第39-40页 |
| 3.2.2 PSO对CPA导致BMSCs成骨分化障碍过程中active β-catenin、c-myc、cyclin D1蛋白表达的影响 | 第40-41页 |
| 3.3 讨论 | 第41-44页 |
| 全文结论 | 第44页 |
| 不足与展望 | 第44-45页 |
| 参考文献 | 第45-51页 |
| 文献综述 淫羊藿苷与补骨脂促BMSCs成骨的研究进展 | 第51-62页 |
| 1.1 BMSCs来历及特点 | 第51页 |
| 1.2 BMSCs对成骨细胞和破骨细胞的调控作用 | 第51-52页 |
| 1.2.1 BMSCs的成骨性分化 | 第51-52页 |
| 1.2.2 BMSCs对破骨细胞的调控作用 | 第52页 |
| 1.3 BMSCs成骨与“肾藏精,主骨”在理论上的相通性 | 第52-53页 |
| 1.4 ICA促BMSCs成骨分化的实验研究 | 第53-56页 |
| 1.4.1 ICA促BMSCs成骨分化的研究 | 第53-54页 |
| 1.4.2 ICA含药血清对BMSCs成骨分化的影响 | 第54-55页 |
| 1.4.3 ICA促实验动物BMSCs成骨分化的体内研究 | 第55-56页 |
| 1.5 补骨脂促骨形成效应的研究 | 第56-57页 |
| 1.5.1 PSO促骨形成的作用研究 | 第56页 |
| 1.5.2 异补骨脂素促骨形成的作用研究 | 第56-57页 |
| 1.5.3 甲氧补骨脂素及补骨脂定促骨形成的作用 | 第57页 |
| 1.6 讨论 | 第57-59页 |
| 参考文献 | 第59-62页 |
| 致谢 | 第62-63页 |
| 附录A: 攻读学位期间所发表的学术论文目录 | 第63页 |
