| 摘要 | 第3-5页 |
| Abstract | 第5-6页 |
| 引言 | 第9-13页 |
| 第一章 材料与方法 | 第13-29页 |
| 1、材料 | 第13-17页 |
| 1.1 主要试剂与耗材 | 第13-14页 |
| 1.2 主要试剂配制 | 第14-15页 |
| 1.3 主要仪器 | 第15-16页 |
| 1.4 所用细胞株 | 第16页 |
| 1.5 实验用质粒,siRNA | 第16-17页 |
| 1.5.1 实验所用PRDX5过表达质粒 | 第16-17页 |
| 1.5.2 实验所用PRDX5-siRNA及干扰PRDX5表达质粒 | 第17页 |
| 1.5.3 实验所用干扰Nrt2表达慢病毒 | 第17页 |
| 1.6 实验所用菌株 | 第17页 |
| 2、实验方法 | 第17-29页 |
| 2.1 细胞培养 | 第17-19页 |
| 2.1.1 细胞复苏 | 第17-18页 |
| 2.1.2 细胞传代 | 第18页 |
| 2.1.3 细胞种板 | 第18-19页 |
| 2.1.4 细胞冻存 | 第19页 |
| 2.2 细胞转染 | 第19-21页 |
| 2.2.1 siRNA的转染 | 第19-20页 |
| 2.2.2 质粒的转染 | 第20页 |
| 2.2.3 慢病毒感染细胞 | 第20-21页 |
| 2.3 细胞过氧化刺激 | 第21页 |
| 2.4 Western Blot | 第21-23页 |
| 2.4.1 细胞蛋白提取 | 第21-22页 |
| 2.4.2 蛋白电泳 | 第22页 |
| 2.4.3 转膜 | 第22页 |
| 2.4.4 封闭、抗体孵育及显影 | 第22-23页 |
| 2.4.5 结果分析 | 第23页 |
| 2.5 RT-QPCR | 第23-26页 |
| 2.5.1 提取细胞RNA | 第23-24页 |
| 2.5.2 cDNA合成 | 第24-25页 |
| 2.5.3 RT-QPCR从cDNA中扩增目的基因 | 第25-26页 |
| 2.6 质粒扩增 | 第26-27页 |
| 2.6.1 质粒转化 | 第26-27页 |
| 2.6.2 挑取单克隆 | 第27页 |
| 2.6.3 质粒提取 | 第27页 |
| 2.7 MTT法测细胞存活率 | 第27-29页 |
| 2.7.1 细胞种板 | 第27-28页 |
| 2.7.2 加入受试化疗药物 | 第28页 |
| 2.7.3 MTT检测 | 第28页 |
| 2.7.4 结果分析 | 第28-29页 |
| 第二章 结果 | 第29-51页 |
| 1、摸索干扰PRDX5表达质粒及PRDX5过表达质粒最佳转染条件 | 第29-33页 |
| 1.1 小片段siRNA对A549、H1299细胞中PRDX5表达干扰的效果 | 第29-31页 |
| 1.2 pcDNA3.1-PRDX5/Flag与pHBLV-U6-shRNA-PRDX5-ZsGreen在A549、H1299细胞中的最佳转染条件 | 第31-33页 |
| 2、在氧化应激的条件下,PRDX5对非小细胞肺癌中的NQO1、KI67、PCNA及CleavedCaspase3具有调控作用 | 第33-43页 |
| 2.1 在H_2O_2浓度一定的条件下,过表达PRDX5能上调NQO1、PCNA及KI67的表达,下调Cleaved Caspase3的表达 | 第33-37页 |
| 2.2 在H_2O_2浓度一定的条件下,干扰PRDX5的表达能下调NQO1、PCNA及KI67的表达,上调Cleaved Caspase3的表达 | 第37-40页 |
| 2.3 在H_2O_2作用时间一定时,干扰PRDX5的表达能下调NQO1与PARP表达,上调Cleaved Caspase3的表达 | 第40-43页 |
| 3、在氧化应激条件下,Nrf2与PRDX5对A549、H1299细胞中的MRP1有着明显的调控作用 | 第43-51页 |
| 3.1 H2O2能促进A549、H1299细胞中MRP1的表达 | 第43-45页 |
| 3.2 过表达PRDX5能提高MRP1表达量,干扰Nrf2能下调MRP1表达量 | 第45-47页 |
| 3.3 过表达PRDX5能提高A549、H1299细胞耐顺铂能力,干扰PRDX5与Nrf2的表达能降低A549、H1299细胞耐顺铂能力 | 第47-51页 |
| 第三章 讨论 | 第51-56页 |
| 参考文献 | 第56-61页 |
| 附录A 主要的英文缩写 | 第61-62页 |
| 致谢 | 第62页 |
