| 中文摘要 | 第3-5页 |
| ABSTRACT | 第5-6页 |
| 中英文缩略语对照表 | 第7-11页 |
| 第一章 前言 | 第11-21页 |
| 1.1 单纯疱疹病毒(Herpessimplexvirus) | 第11-15页 |
| 1.1.1 HSV概况 | 第11页 |
| 1.1.2 HSV-1的生命周期及VP16在其中扮演的角色 | 第11-14页 |
| 1.1.3 HSV-1的治疗现状及抗HSV-1药物开发策略 | 第14-15页 |
| 1.2 热休克蛋白90(Heatshockprotein90,Hsp90) | 第15-19页 |
| 1.2.1 Hsp90及Hsp90抑制剂 | 第15-16页 |
| 1.2.2 Hsp90从多个水平调控基因表达 | 第16页 |
| 1.2.3 Hsp90在病毒感染中具有重要作用 | 第16-19页 |
| 1.3 研究本课题的目的及意义 | 第19-20页 |
| 1.4 技术路线 | 第20-21页 |
| 第二章 实验材料与实验方法 | 第21-49页 |
| 2.1 实验材料 | 第21-31页 |
| 2.1.1 细胞系、菌种与病毒株 | 第21-22页 |
| 2.1.2 实验仪器及设备 | 第22-23页 |
| 2.1.3 实验耗材 | 第23-24页 |
| 2.1.4 主要试剂和主要商品化试剂盒 | 第24-26页 |
| 2.1.5 抗体与工具药 | 第26-27页 |
| 2.1.6 基因克隆相关引物信息 | 第27-28页 |
| 2.1.7 荧光定量PCR相关引物信息 | 第28-29页 |
| 2.1.8 siRNA相关信息 | 第29页 |
| 2.1.9 实验动物相关信息 | 第29页 |
| 2.1.10 主要溶液的配制方法 | 第29-31页 |
| 2.2 实验方法 | 第31-49页 |
| 2.2.1 细胞的复苏 | 第31页 |
| 2.2.2 细胞的传代及铺板 | 第31-32页 |
| 2.2.3 细胞的冻存 | 第32页 |
| 2.2.4 HSV-1的培养 | 第32-33页 |
| 2.2.5 HSV-1的TCID50测定 | 第33页 |
| 2.2.6 病毒空斑减数实验 | 第33-34页 |
| 2.2.7 质粒的构建 | 第34-36页 |
| 2.2.8 质粒的提取 | 第36-37页 |
| 2.2.9 质粒的转染(以六孔板为例) | 第37页 |
| 2.2.10 siRNA的转染(以六孔板为例) | 第37-38页 |
| 2.2.11 细胞总蛋白提取 | 第38页 |
| 2.2.12 蛋白浓度的测定 | 第38-39页 |
| 2.2.13 皮肤组织样品总蛋白的提取 | 第39页 |
| 2.2.14 SDS-PAGE胶的配制 | 第39-40页 |
| 2.2.15 Western-blot分析 | 第40-42页 |
| 2.2.16 免疫荧光实验 | 第42-43页 |
| 2.2.17 免疫共沉淀 | 第43-44页 |
| 2.2.18 细胞样品总RNA的提取 | 第44-45页 |
| 2.2.19 皮肤组织样品总RNA的提取 | 第45页 |
| 2.2.20 反转录 | 第45-46页 |
| 2.2.21 荧光定量PCR扩增 | 第46页 |
| 2.2.22 双荧光素酶报告基因检测实验 | 第46-47页 |
| 2.2.23 HSV-1感染小鼠皮肤带状疱疹模型 | 第47-48页 |
| 2.2.24 数据的统计学处理 | 第48-49页 |
| 第三章 实验结果 | 第49-65页 |
| 3.1 Hsp90α参与调控HSV-1的α基因的启动子活性 | 第49-52页 |
| 3.2 Hsp90α参与维持α基因转录核心蛋白VP16的稳定性 | 第52-55页 |
| 3.3 VP16通过其保守结构域与Hsp90α相互作用 | 第55-57页 |
| 3.4 Hsp90抑制剂引起的VP16的降解经自噬途径完成 | 第57-61页 |
| 3.5 Hsp90抑制剂引起的VP16的降解依赖VP16的保守结构域 | 第61-62页 |
| 3.6 Hsp90抑制剂可以改善小鼠皮肤感染HSV-1引起的带状疱疹 | 第62-65页 |
| 第四章 结论 | 第65-70页 |
| 4.1 总结与讨论 | 第65-68页 |
| 4.2 创新 | 第68-69页 |
| 4.3 展望 | 第69-70页 |
| 参考文献 | 第70-76页 |
| 硕士期间科研成果 | 第76-78页 |
| 致谢 | 第78-79页 |
