| 缩写词 | 第10-12页 |
| 中文摘要 | 第12-15页 |
| 0 前言 | 第15-17页 |
| 1 植物雄性不育与细胞色素P450研究进展 | 第17-35页 |
| 1．1 植物雄性不育产生机制的研究 | 第17-19页 |
| 1．1．1 CMS和NMS遗传控制模型 | 第18页 |
| 1．1．2 雄性不育遗传的连锁控制模型 | 第18页 |
| 1．1．3 光温启动子假说 | 第18页 |
| 1．1．4 雄性不育遗传的双基因模型 | 第18-19页 |
| 1．2 植物转基因雄性不育的研究 | 第19-25页 |
| 1．2．1 创造基因工程雄性不育系的途径 | 第20-23页 |
| 1．2．1．1 通过细胞毒素基因的特异空间表达创造雄性不育 | 第21页 |
| 1．2．1．2 通过提前降低胼胝质含量创造雄性核不育 | 第21页 |
| 1．2．1．3 借助反义RNA技术创造雄性核不育 | 第21-22页 |
| 1．2．1．4 通过转座子突变创造雄性核不育 | 第22页 |
| 1．2．1．5 通过细菌基因影响小孢子发育来创造雄性不育 | 第22页 |
| 1．2．1．6 导入细胞质雄性不育基因创造雄性质不育 | 第22页 |
| 1．2．1．7 扰乱线粒体功能创造细胞质雄性不育 | 第22-23页 |
| 1．2．2 基因工程雄性不育系的保持途径 | 第23页 |
| 1．2．3 基因工程雄性不育系的恢复途径 | 第23-24页 |
| 1．2．4 基因工程创造雄性不育系的研究展望 | 第24-25页 |
| 1．3 细胞色素P450的研究 | 第25-35页 |
| 1．3．1 植物细胞色素P450的分离纯化与反应类型 | 第26-27页 |
| 1．3．1．1 植物细胞色素P450的分离纯化 | 第26-27页 |
| 1．3．1．2 植物细胞色素P450的不同反应类型 | 第27页 |
| 1．3．2 植物CYP450的功能 | 第27-33页 |
| 1．3．2．1 CYP450在生物合成中的作用 | 第29-31页 |
| 1．3．2．2 CYP450的解毒功能 | 第31-33页 |
| 1．3．3 植物细胞色素P450研究展望 | 第33-35页 |
| 2 高效白菜离体培养植株再生体系的建立 | 第35-43页 |
| 2．1 材料和方法 | 第35-36页 |
| 2．1．1 无菌苗的获得 | 第35页 |
| 2．1．2 外植体及接种方式 | 第35-36页 |
| 2．1．3 培养基的组成 | 第36页 |
| 2．1．4 再生植株的生根与移栽 | 第36页 |
| 2．1．5 不定芽发生的组织学研究 | 第36页 |
| 2．2 结果与分析 | 第36-39页 |
| 2．2．1 BAP与NAA配比对白菜子叶-子叶柄植株再生频率的影响 | 第36-37页 |
| 2．2．2 白菜外植体对植株再生频率的影响 | 第37-38页 |
| 2．2．3 AgNO_3对白菜再生苗不定根诱导的影响 | 第38页 |
| 2．2．4 白菜子叶-子叶柄离体不定芽发生的组织学观察 | 第38-39页 |
| 2．3 讨论 | 第39-43页 |
| 3 改良菜心离体培养植株再生体系的研究 | 第43-49页 |
| 3．1 材料和方法 | 第43页 |
| 3．2 结果与分析 | 第43-46页 |
| 3．2．1 不同激素组合对菜心不定芽分化频率的影响 | 第43-44页 |
| 3．2．2 不同外植体对菜心不定芽分化频率的影响 | 第44-45页 |
| 3．2．3 AgNO_3对菜心不定芽分化的影响 | 第45-46页 |
| 3．3 讨论 | 第46-49页 |
| 4 反义CYP86MF基因植物表达载体的构建 | 第49-63页 |
| 4．1 材料与方法 | 第49-53页 |
| 4．1．1 菌株和质粒 | 第49-50页 |
| 4．1．2 反义CYP86MF基因片段的获得 | 第50页 |
| 4．1．3 CaMV35S组成型启动子的表达载体构建 | 第50-52页 |
| 4．1．3．1 双元载体pB1121制备 | 第50页 |
| 4．1．3．2 反义CYP86MF基因片段的制备 | 第50页 |
| 4．1．3．3 表达质粒的构建过程 | 第50-51页 |
| 4．1．3．4 农杆菌的三亲杂交转化 | 第51-52页 |
| 4．1．3．5 农杆菌中质粒的鉴定 | 第52页 |
| 4．1．4 A9启动子组织特异型表达载体的构建 | 第52-53页 |
| 4．1．4．1 A9启动子的获得 | 第52页 |
| 4．1．4．2 双元载体pB1121制备 | 第52页 |
| 4．1．4．3 反义CYP86MF基因片段的制备 | 第52页 |
| 4．1．4．4 表达质粒的构建过程 | 第52-53页 |
| 4．1．4．5 农杆菌的三亲杂交转化 | 第53页 |
| 4．1．4．6 农杆菌中质粒的鉴定 | 第53页 |
| 4．2 结果与分析 | 第53-61页 |
| 4．2．1 反义CYP86MF基因片段的获得 | 第53页 |
| 4．2．2 CaMV35S组成型启动子的表达载体构建 | 第53-56页 |
| 4．2．3 A9启动子绒毡层组织特异型表达载体的构建 | 第56-61页 |
| 4．2．3．1 A9启动子的获得 | 第56-58页 |
| 4．2．3．2 A9启动子绒毡层组织特异型表达载体的构建 | 第58-61页 |
| 4．3 讨论 | 第61-63页 |
| 5 高效白菜和菜心的遗传转化体系的建立 | 第63-79页 |
| 5．1 材料与方法 | 第63-66页 |
| 5．1．1 植物材料、菌株及抗生素 | 第63页 |
| 5．1．2 培养基 | 第63-64页 |
| 5．1．3 子叶柄-子叶不定芽分化与种子发芽的Kan筛选浓度的确定 | 第64页 |
| 5．1．4 不同抗生素的抑菌效果及其对不定芽分化影响的比较 | 第64-65页 |
| 5．1．5 不同预培养时间的比较 | 第65页 |
| 5．1．6 不同农杆菌菌株感染效果的比较 | 第65页 |
| 5．1．7 不同共培养时间的比较 | 第65页 |
| 5．1．8 不同介导方法的比较 | 第65页 |
| 5．1．9 白菜和菜心反义CYP86MF片段转化植株的获得 | 第65-66页 |
| 5．2 结果与分析 | 第66-75页 |
| 5．2．1 白菜和菜心子叶柄-子叶不定芽分化与种子发芽的Kan筛选浓度的确定 | 第66-68页 |
| 5．2．2 不同抗生素的抑菌效果及其对不定芽分化影响的比较 | 第68-71页 |
| 5．2．3 不同预培养时间的比较 | 第71页 |
| 5．2．4 不同农杆菌菌株感染效果的比较 | 第71-72页 |
| 5．2．5 不同共培养时间的比较 | 第72-73页 |
| 5．2．6 不同介导方法的比较 | 第73-74页 |
| 5．2．7 白菜和菜心反义CYP86MF片段转化植株的获 | 第74-75页 |
| 5．3 讨论 | 第75-79页 |
| 5．3．1 Kan筛选浓度及抑菌剂对白菜遗传转化的影响 | 第75-76页 |
| 5．3．2 预培养、菌株和共培养对白菜遗传转化的影响 | 第76-77页 |
| 5．3．3 不同介导方法对白菜遗传转化的影响 | 第77-79页 |
| 6 转基因植株的分子检测及其遗传特性分析 | 第79-95页 |
| 6．1 材料与方法 | 第79-82页 |
| 6．1．1 材料 | 第79-80页 |
| 6．1．2 植物基因组DNA和总RNA的提取 | 第80-81页 |
| 6．1．3 转化植株的PCR检测 | 第81页 |
| 6．1．4 转化植株的Southern斑点杂交检测 | 第81页 |
| 6．1．5 转化植株的Southern印迹杂交检测 | 第81页 |
| 6．1．6 转化植株的Northern印迹杂交检测 | 第81-82页 |
| 6．1．7 转化植株的X-Gluc组织化学染色检测 | 第82页 |
| 6．1．8 转基因植株T1代种子的Kan．筛选 | 第82页 |
| 6．1．9 转基因植株T_1代的遗传特性的分析 | 第82页 |
| 6．2 结果与分析 | 第82-91页 |
| 6．2．1 植物基因组DNA和总RNA的提取 | 第82页 |
| 6．2．2 转化植株的PCR检测 | 第82-84页 |
| 6．2．3 转化植株的Southern斑点杂交检测 | 第84页 |
| 6．2．4 转化植株的Southern印迹杂交检测 | 第84-87页 |
| 6．2．5 转基因植株的Northern杂交检测 | 第87-88页 |
| 6．2．6 转化植株的X-Gluc组织化学染色检测 | 第88页 |
| 6．2．7 转基因植株T_1代种子的Kan．筛选 | 第88页 |
| 6．2．8 转基因植株T_1代的遗传特性分析 | 第88-91页 |
| 6．3 讨论 | 第91-95页 |
| 6．3．1 植物基因组DNA和总RNA的提取 | 第91页 |
| 6．3．2 反义CYP86MF基因转化植株的检测 | 第91-92页 |
| 6．3．3 反义CYP86MF基因转化植株的遗传分析 | 第92-95页 |
| 7 反义CYP86MF基因转化植株小孢子发育的形态与细胞学观察 | 第95-105页 |
| 7．1 材料与方法 | 第95-96页 |
| 7．1．1 试验材料 | 第95页 |
| 7．1．2 转基因植株花器官的形态学观察 | 第95-96页 |
| 7．1．3 转基因植株的花粉萌发试验 | 第96页 |
| 7．1．4 低温干燥条件下不同贮藏时间对花粉萌发的影响 | 第96页 |
| 7．1．5 转基因不育植株小孢子的形态学观察 | 第96页 |
| 7．1．6 转基因不育植株小孢子的细胞学观察 | 第96页 |
| 7．2 结果与分析 | 第96-103页 |
| 7．2．1 转基因植株花器官的形态学观察 | 第96-97页 |
| 7．2．2 转基因植株花粉萌发试验 | 第97-98页 |
| 7．2．3 低温干燥条例下不同贮藏时间对花粉萌发的影响 | 第98-100页 |
| 7．2．4 转基因不育植株小孢子的形态学观察 | 第100-101页 |
| 7．2．5 转基因不育植株小孢子的细胞学观察 | 第101-103页 |
| 7．3 讨论 | 第103-105页 |
| 8 反义CYP86MF基因转化不育植株相关生理生化指标的测定 | 第105-119页 |
| 8．1 材料与方法 | 第105-108页 |
| 8．1．1 试验材料 | 第105-106页 |
| 8．1．2 转基因不育植株激素水平的变化 | 第106页 |
| 8．1．3 转基因不育植株呼吸速率和抗氰呼吸强度的测定 | 第106-107页 |
| 8．1．4 转基因不育植株光合速率的测定 | 第107页 |
| 8．1．5 转基因不育植株总黄酮含量的测定 | 第107-108页 |
| 8．1．6 转基因不育植株过氧化物酶和细胞色素氧化酶同工酶的电泳分析 | 第108页 |
| 8．2 结果与分析 | 第108-113页 |
| 8．2．1 转基因不育植株激素水平的变化 | 第108-109页 |
| 8．2．2 转基因不育植株呼吸速率和抗氰呼吸强度的测定 | 第109-110页 |
| 8．2．3 转基因不育植株净光合速率的测定 | 第110-111页 |
| 8．2．4 转基因不育植株总黄酮含量的测定 | 第111-112页 |
| 8．2．5 转基因不育植株过氧化物酶和细胞色素氧化酶同工酶的电泳分析 | 第112-113页 |
| 8．3 讨论 | 第113-119页 |
| 8．3．1 反义CYP86MF基因转化不育株内源激素的变化 | 第114-115页 |
| 8．3．2 反义CYP86MF基因转化不育株呼吸速率和抗氰呼吸的变化 | 第115页 |
| 8．3．3 反义CYP86MF基因转化不育株类黄酮总含量的变化 | 第115-116页 |
| 8．3．4 反义CYP86MF基因转化不育株过氧化物酶和细胞色素氧化酶同工酶的变化 | 第116页 |
| 8．3．5 CYP86MF基因对白菜小孢子发育的可能作用机制 | 第116-119页 |
| 9 结论 | 第119-121页 |
| 参考文献 | 第121-135页 |
| 英文摘要 | 第135页 |
| 申请者攻读博士学位期间发表的文章目录 | 第139页 |
