| 缩略语表 | 第7-11页 |
| 中文摘要 | 第11-17页 |
| ABSTRACT | 第17-24页 |
| 前言 | 第25-27页 |
| 文献回顾 | 第27-44页 |
| 1.缺血性脑卒中的基本病理过程 | 第27-29页 |
| 1.1 脑缺血后病理解剖学变化 | 第27-28页 |
| 1.2 脑缺血后病理生理学改变 | 第28页 |
| 1.3 脑缺血后细胞死亡的种类及形式 | 第28-29页 |
| 2.脑缺血后的炎症反应 | 第29-35页 |
| 2.1 脑缺血中加重损伤的细胞因子/炎性因子 | 第30-32页 |
| 2.2 脑缺血局部的保护性细胞因子/炎性因子 | 第32-35页 |
| 3.NECROPTOSIS与炎症反应的关系 | 第35-38页 |
| 3.1 Necroptosis通路 | 第35-37页 |
| 3.2 Necroptosis与炎症反应 | 第37-38页 |
| 4.巨噬/小胶质细胞极化在脑缺血后炎症反应中的作用 | 第38-40页 |
| 5.TLRS/MYD88通路在脑缺血后的作用 | 第40-44页 |
| 5.1 TLRs/MyD88信号通路 | 第41-43页 |
| 5.2 TLRs/MyD88通路在脑缺血损伤后的作用 | 第43-44页 |
| 第一部分 小鼠脑缺血后损伤区局部发生NECROPTOSIS的研究 | 第44-67页 |
| 1 材料与仪器 | 第44-48页 |
| 1.1 实验动物 | 第44页 |
| 1.2 仪器 | 第44-45页 |
| 1.3 试剂 | 第45-46页 |
| 1.4 缓冲液 | 第46-48页 |
| 2 方法 | 第48-54页 |
| 2.1 实验动物及分组 | 第48页 |
| 2.2 光-化学法建立小鼠脑缺血模型 | 第48页 |
| 2.3 取材及切片 | 第48-49页 |
| 2.4 免疫组织化学染色 | 第49页 |
| 2.5 在体坏死细胞碘化丙啶标记 | 第49页 |
| 2.6 蛋白质免疫印迹检测 | 第49-50页 |
| 2.7 免疫电镜技术 | 第50-51页 |
| 2.8 行为学测试 | 第51-52页 |
| 2.9 苏木精-伊红染色 | 第52页 |
| 2.10 TUNEL与NeuN免疫双标染色 | 第52-53页 |
| 2.11 图像采集和统计处理 | 第53-54页 |
| 3 结果 | 第54-65页 |
| 3.1 小鼠脑缺血后不同时间点的细胞坏死数量分析 | 第54页 |
| 3.2 脑缺血后不同时间点坏死细胞的类型分析 | 第54-57页 |
| 3.3 脑缺血后不同时间点Necroptosis关键分子的表达及分布 | 第57-59页 |
| 3.4 脑缺血后损伤区细胞的超微结构及免疫电镜观察 | 第59-61页 |
| 3.5 RIPK3或MLKL基因敲除对小鼠脑缺血后运动功能恢复的影响 | 第61-63页 |
| 3.6 RIPK3或MLKL基因敲除对小鼠脑缺血损伤面积的影响 | 第63-64页 |
| 3.7 RIPK3或MLKL基因敲除对小鼠脑缺血后继发性神经元凋亡的影响 | 第64-65页 |
| 4 讨论 | 第65-67页 |
| 第二部分 小鼠脑缺血后NECROPTOSIS调节局部巨噬/小胶质细胞极化的研究 | 第67-96页 |
| 1 材料与仪器 | 第67-71页 |
| 1.1 实验动物和细胞的来源 | 第67-68页 |
| 1.2 仪器 | 第68页 |
| 1.3 试剂 | 第68-69页 |
| 1.4 缓冲液 | 第69-71页 |
| 2 方法 | 第71-78页 |
| 2.1 小鼠脑缺血模型的建立 | 第71页 |
| 2.2 免疫组化染色(含抗原修复) | 第71-72页 |
| 2.3 小鼠皮层神经元的原代培养 | 第72页 |
| 2.4 神经元氧-糖剥离模型(OGD)制作和条件培养液的收集 | 第72-73页 |
| 2.5 星形胶质细胞的体外培养 | 第73页 |
| 2.6 星形胶质细胞氧-糖剥离模型(OGD)制作和条件培养液的收集 | 第73页 |
| 2.7 骨髓巨噬细胞的原代培养 | 第73-74页 |
| 2.8 小胶质细胞的原代培养 | 第74-75页 |
| 2.9 蛋白质免疫印迹检测 | 第75页 |
| 2.10 实时荧光定量PCR技术 | 第75-77页 |
| 2.11 流式细胞检测技术 | 第77页 |
| 2.12 图像采集和统计学分析 | 第77-78页 |
| 3 结果 | 第78-93页 |
| 3.1 Necroptosis对小鼠脑缺血后损伤区Iba-1表达的影响 | 第78-79页 |
| 3.2 RIPK3或MLKL敲除对损伤区巨噬/小胶质细胞向M1极化的影响 | 第79-81页 |
| 3.3 RIPK3或MLKL敲除对损伤区巨噬/小胶质细胞向M2极化的影响 | 第81-84页 |
| 3.4 体外星形胶质细胞和神经元Necroptosis细胞模型的建立 | 第84-85页 |
| 3.5 Necroptotic星形胶质细胞条件培养液对骨髓巨噬细胞M1/M2极化的影响 | 第85页 |
| 3.6 Necroptotic神经元条件培养液对WT骨髓巨噬细胞M1/M2极化的影响 | 第85-87页 |
| 3.7 Necroptotic神经元条件培养液对RIPK3~(-/-)骨髓巨噬细胞M1/M2极化的影响 | 第87-88页 |
| 3.8 Necroptotic神经元条件培养液对WT小胶质细胞M1/M2极化的影响 | 第88页 |
| 3.9 RIPK3敲除对Necroptotic神经元释放促炎/抗炎因子表达的影响 | 第88-89页 |
| 3.10 RIPK3或MLKL敲除对脑缺血后损伤区BDNF表达的影响 | 第89-91页 |
| 3.11 RIPK3或MLKL敲除对外周血中单核/巨噬细胞M1/M2极化的影响 | 第91-92页 |
| 3.12 Caspase-3敲除对脑缺血后损伤区巨噬/小胶质细胞M1/M2极化的影响 | 第92-93页 |
| 4 讨论 | 第93-96页 |
| 第三部分 TLRS/MYD88信号通路参与脑缺血后NECROPTOSIS对巨噬/小胶质细胞极化的调控 | 第96-115页 |
| 1 材料与仪器 | 第97-98页 |
| 1.1 实验动物和细胞来源 | 第97页 |
| 1.2 仪器 | 第97页 |
| 1.3 试剂 | 第97-98页 |
| 2 方法 | 第98-103页 |
| 2.1 光-化学法建立小鼠脑缺血模型 | 第98页 |
| 2.2 免疫组织化学染色 | 第98-99页 |
| 2.3 小鼠皮层神经元的原代培养 | 第99页 |
| 2.4 神经元氧糖剥离模型(OGD)制作及条件培养液的收集 | 第99-100页 |
| 2.5 小鼠骨髓巨噬细胞的体外培养 | 第100页 |
| 2.6 体外、体内MyD88抑制肽的使用方法 | 第100-101页 |
| 2.7 蛋白质免疫印迹检测 | 第101页 |
| 2.8 实时荧光定量PCR检测 | 第101-102页 |
| 2.9 TUNEL与NeuN双标染色 | 第102-103页 |
| 2.10 图像采集和统计学分析 | 第103页 |
| 3 结果 | 第103-112页 |
| 3.1 RIPK3和MLKL敲除对脑缺血后损伤区TLR2和TLR4表达的影响 | 第103-105页 |
| 3.2 脑缺血后损伤区MyD88蛋白的表达和分布 | 第105-106页 |
| 3.3 神经元氧-糖剥离模型后MyD88的表达及RIPK3敲除对其表达的影响 | 第106页 |
| 3.4 MyD88抑制肽对骨髓巨噬细胞M1/M2极化的影响 | 第106-108页 |
| 3.5 MyD88抑制肽对脑缺血损伤区巨噬/小胶质细胞M1/M2极化的影响 | 第108-111页 |
| 3.6 MyD88抑制肽对脑缺血损伤区神经元继发性凋亡的影响 | 第111页 |
| 3.7 MyD88抑制肽对脑缺血损伤区BDNF表达的影响 | 第111-112页 |
| 4 讨论 | 第112-115页 |
| 小结 | 第115-116页 |
| 参考文献 | 第116-128页 |
| 个人简历和研究成果 | 第128-130页 |
| 致谢 | 第130页 |
