| 摘要 | 第3-5页 |
| Abstract | 第5-7页 |
| 缩写与简称 | 第8-11页 |
| 1 引言 | 第11-19页 |
| 1.1 增强UV-B辐射对植物的影响 | 第11-15页 |
| 1.1.1 增强UV-B辐射对植物蛋白质的影响 | 第12页 |
| 1.1.2 增强UV-B辐射对植物的细胞遗传学效应的影响 | 第12-13页 |
| 1.1.3 UV-B辐射对植物细胞周期的影响 | 第13-14页 |
| 1.1.4 UV-B辐射与其它因子复合作用对植物的影响 | 第14-15页 |
| 1.2 植物中的PCNA蛋白的研究进展 | 第15-16页 |
| 1.2.1 PCNA蛋白的起源 | 第15页 |
| 1.2.2 PCNA蛋白的结构和功能 | 第15-16页 |
| 1.2.3 PCNA蛋白的研究进展 | 第16页 |
| 1.3 本研究的意义和主要内容 | 第16-19页 |
| 2 材料 | 第19-23页 |
| 2.1 实验材料培养 | 第19页 |
| 2.2 实验中的主要化学试剂 | 第19页 |
| 2.3 实验中主要的仪器 | 第19页 |
| 2.4 主要溶液的配置 | 第19-23页 |
| 3 主要方法 | 第23-31页 |
| 3.1 植物材料培养 | 第23页 |
| 3.2 | 第23页 |
| 3.2.1 实验组设置处理 | 第23页 |
| 3.2.2 UV-B辐射处理设置 | 第23页 |
| 3.2.3 He-Ne激光辐射处理设置 | 第23页 |
| 3.3 小麦幼苗叶片总蛋白的提取 | 第23-24页 |
| 3.4 SDS-PAGE对总蛋白的检测 | 第24页 |
| 3.5 Western-Blot对小麦PCNA蛋白的鉴定 | 第24-25页 |
| 3.6 半定量PCR产物的检测 | 第25-28页 |
| 3.6.1 小麦叶片总RNA的提取 | 第25-26页 |
| 3.6.2 RNA纯度的检测 | 第26页 |
| 3.6.3 RNA浓度的检测 | 第26页 |
| 3.6.4 小麦叶片的总RNA进行反转录成c DNA | 第26-27页 |
| 3.6.5 小麦的PCNA1基因和PCNA2基因的RT-PCR反应 | 第27-28页 |
| 3.6.6 PCNA扩增产物的检测 | 第28页 |
| 3.7 免疫荧光标记 | 第28-29页 |
| 3.8 图像观察及数据处理 | 第29-31页 |
| 4 结果与分析 | 第31-43页 |
| 4.1 增强UV-B辐射和He-Ne激光对小麦幼苗PCNA蛋白的影响 | 第31-32页 |
| 4.1.1 小麦幼苗SDS-PAGE电泳分析及PCNA的鉴定 | 第31-32页 |
| 4.2 小麦叶片PCNA基因的PCR扩增 | 第32-35页 |
| 4.2.1 小麦叶片总RNA的检测 | 第32页 |
| 4.2.2 小麦四个处理组中PCNA基因的反转录PCR初步检测 | 第32-35页 |
| 4.3 小麦根尖细胞中PCNA与染色体的分布 | 第35-43页 |
| 4.3.1 CK组中小麦根尖分生区细胞分裂周期中染色体分布 | 第35-36页 |
| 4.3.2 B组中小麦根尖分生区细胞分裂周期染色体分布 | 第36-38页 |
| 4.3.3 CK组小麦根尖分生区细胞分裂周期中PCNA蛋白与染色体的分布 | 第38-40页 |
| 4.3.4 B组小麦根尖分生区细胞分裂周期中PCNA蛋白与染色体的分布 | 第40-43页 |
| 5 讨论 | 第43-47页 |
| 5.1 UV-B辐射和激光对PCNA合成的影响 | 第43页 |
| 5.2 PCNA在细胞周期控制中的作用 | 第43-45页 |
| 5.3 小麦根尖分生区PCNA蛋白与染色体分布的关系 | 第45页 |
| 5.4 小麦根尖分生区PCNA蛋白与“分束分裂”可能存在的关系 | 第45-47页 |
| 结论 | 第47-49页 |
| 致谢 | 第49-51页 |
| 参考文献 | 第51-59页 |
| 附录 | 第59页 |
