| 摘要 | 第3-5页 |
| abstract | 第5-6页 |
| 第1章 绪论 | 第10-16页 |
| 1.1 研究背景 | 第10-11页 |
| 1.2 胰岛素的双相分泌 | 第11-12页 |
| 1.3 CDC42与胰岛素分泌 | 第12-13页 |
| 1.4 Ca~(2+)参与胰岛素分泌中的作用机制 | 第13-16页 |
| 1.4.1 胰岛素分泌中相关的Ca2+信号通路 | 第13-14页 |
| 1.4.2 CDC42在Ca~(2+)信号通路中的潜在分子机制 | 第14-16页 |
| 第2章 实验方法和材料 | 第16-31页 |
| 2.1 实验方法 | 第16-27页 |
| 2.1.1 小鼠胰岛的分离、纯化 | 第16-17页 |
| 2.1.2 小鼠基因型的鉴定 | 第17-19页 |
| 2.1.3 小鼠胰岛β 细胞瘤MIN6细胞系的培养和传代 | 第19页 |
| 2.1.4 胰岛素含量的测定（ELISA法） | 第19-20页 |
| 2.1.5 BCA法蛋白定量 | 第20-21页 |
| 2.1.6 免疫印迹Western blot | 第21-23页 |
| 2.1.7 免疫荧光 | 第23页 |
| 2.1.8 RNA的提取 | 第23页 |
| 2.1.9 RNA反转录（Thermo反转录试剂盒） | 第23-24页 |
| 2.1.10 荧光定量PCR（SYBR法） | 第24-25页 |
| 2.1.11 琼脂糖凝胶电泳 | 第25页 |
| 2.1.12 凝胶成像系统分析 | 第25页 |
| 2.1.13 胞浆钙[Ca2+]c的实时监测 | 第25-27页 |
| 2.2 实验材料和方法 | 第27-31页 |
| 2.2.1 实验材料 | 第27-28页 |
| 2.2.2 实验用试剂的配制 | 第28-29页 |
| 2.2.3 实验仪器设备 | 第29-30页 |
| 2.2.4 统计学分析 | 第30-31页 |
| 第3章 实验结果 | 第31-43页 |
| 3.1 CDC42在小鼠组织中的分布 | 第31-32页 |
| 3.1.1 CDC42在小鼠组织中的基因相对表达量 | 第31页 |
| 3.1.2 CDC42在小鼠胰腺中不同年龄阶段的基因相对表达量 | 第31-32页 |
| 3.2 构建胰岛β 细胞特异性敲除CDC42小鼠 | 第32-33页 |
| 3.2.1 胰岛β 细胞特异性敲除CDC42小鼠的构建策略 | 第32页 |
| 3.2.2 胰岛β 细胞特异性敲除CDC42小鼠的基因型鉴定 | 第32-33页 |
| 3.2.3 胰岛β 细胞特异性敲除CDC42小鼠的蛋白水平验证 | 第33页 |
| 3.3 CDC42对小鼠胰岛素分泌的影响 | 第33-36页 |
| 3.3.1 特异性敲除CDC42的胰岛β 细胞下调GSIS中胰岛素的分泌 | 第33-34页 |
| 3.3.2 抑制CDC42活性导致MIN6细胞胰岛素分泌减少 | 第34-36页 |
| 3.4 抑制CDC42活性导致MIN6分泌功能障碍 | 第36-38页 |
| 3.5 CDC42影响胰岛β 细胞内钙离子稳态 | 第38-41页 |
| 3.5.1 在GSIS中敲除CDC42下调胰岛细胞[Ca2+]c | 第38-39页 |
| 3.5.2 抑制CDC42减弱MIN6对刺激后[Ca2+]c响应 | 第39-41页 |
| 3.6 CDC42协同Foxa2调节胰岛 β 细胞的正常功能 | 第41-42页 |
| 3.7 结论 | 第42-43页 |
| 第4章 讨论 | 第43-46页 |
| 致谢 | 第46-47页 |
| 参考文献 | 第47-50页 |
| 综述 | 第50-57页 |
| 参考文献 | 第54-57页 |
