摘要 | 第4-8页 |
Abstract | 第8-12页 |
英文缩写词表 | 第16-17页 |
前言 | 第17-19页 |
第1章 文献综述 | 第19-32页 |
1.1 DCs概述 | 第19-23页 |
1.1.1 DCs来源及其亚型 | 第19-21页 |
1.1.2 DCs功能 | 第21页 |
1.1.3 DCs与心肌缺血 | 第21-23页 |
1.1.4 DCs氧糖剥夺 | 第23页 |
1.2 DCs与糖酵解 | 第23-27页 |
1.2.1 糖酵解 | 第23-24页 |
1.2.2 DCs与糖酵解 | 第24-25页 |
1.2.3 DCs与PKM2 | 第25-27页 |
1.2.4 DCs与ATP | 第27页 |
1.3 组蛋白修饰与真核细胞生物基因表达调控 | 第27-32页 |
1.3.1 组蛋白修饰 | 第27-29页 |
1.3.2 组蛋白去乙酰化酶抑制剂 | 第29-30页 |
1.3.3 组蛋白去乙酰化酶抑制剂与心脏疾病 | 第30页 |
1.3.4 DCs与组蛋白去乙酰化酶抑制剂 | 第30-32页 |
第2章 实验材料与方法 | 第32-46页 |
2.1 实验材料 | 第32-36页 |
2.1.1 实验用细胞株 | 第32页 |
2.1.2 主要仪器设备 | 第32-33页 |
2.1.3 主要试剂 | 第33-34页 |
2.1.4 主要试剂的配制 | 第34-36页 |
2.2 实验方法 | 第36-46页 |
2.2.1 DC2.4 细胞的培养 | 第36-37页 |
2.2.2 细胞造模与药物分组 | 第37页 |
2.2.3 MTT测定法 | 第37-38页 |
2.2.4 Western Blot检测法 | 第38-39页 |
2.2.5 流式细胞术 | 第39-40页 |
2.2.6 Trizol法提取细胞总RNA | 第40-41页 |
2.2.7 RT(Reverse transcription,RT)反应 | 第41页 |
2.2.8 普通PCR反应 | 第41-42页 |
2.2.9 RT-qPCR反应 | 第42-43页 |
2.2.10 ELISA | 第43页 |
2.2.11 质粒转染 | 第43-45页 |
2.2.12 统计学分析 | 第45-46页 |
第3章 实验结果 | 第46-69页 |
3.1 TSA对氧糖剥夺处理的DC2.4 细胞的保护作用 | 第46-49页 |
3.2 TSA对DC2.4 细胞成熟的影响 | 第49-50页 |
3.3 TSA对DC2.4 细胞抗原摄取功能的影响 | 第50-52页 |
3.4 TSA对DC2.4 细胞迁移的影响 | 第52-53页 |
3.5 TSA对DC2.4 细胞分泌细胞因子的影响 | 第53-54页 |
3.6 TSA对DC2.4 细胞中ATP产生的影响 | 第54-55页 |
3.7 TSA对DC2.4 细胞中乳酸产生的影响 | 第55-56页 |
3.8 TSA对DC2.4 细胞中糖酵解相关基因表达的影响 | 第56-57页 |
3.9 TSA对DC2.4 细胞中PKM2/PKM1蛋白表达的影响 | 第57-58页 |
3.10 TSA对DC2.4 细胞中SRS3F表达的影响 | 第58-59页 |
3.11 TSA对DC2.4 细胞中PKM2/PKM1、SRSF3 mRNA表达的影响 | 第59-60页 |
3.12 干扰PKM2和SRSF3后,观察TSA对DC2.4 细胞的影响。 | 第60-69页 |
3.12.1 转染效率的确定 | 第60-61页 |
3.12.2 干扰效果的验证 | 第61-62页 |
3.12.3 干扰PKM2和SRSF3后,TSA对DC2.4 细胞表达PKM2的影响 | 第62-64页 |
3.12.4 干扰PKM2和SRSF3后,TSA对DC2.4 细胞产生ATP的影响 | 第64-66页 |
3.12.5 干扰PKM2和SRSF3后,TSA对DC2.4 细胞产生乳酸的影响 | 第66-67页 |
3.12.6 干扰PKM2和SRSF3后,TSA对DC2.4 细胞分泌细胞因子的影响 | 第67-69页 |
第4章 讨论 | 第69-75页 |
4.1 氧糖剥夺模型的建立 | 第69-70页 |
4.2 TSA对DCs表面分子表达与摄取功能的影响 | 第70-71页 |
4.3 TSA对DCs迁移的影响 | 第71页 |
4.4 TSA对DCs细胞因子分泌的影响 | 第71-72页 |
4.5 TSA影响DCs的作用机制 | 第72-75页 |
第5章 结论 | 第75-76页 |
参考文献 | 第76-85页 |
致谢 | 第85页 |