| 摘要 | 第4-6页 |
| abstract | 第6-7页 |
| 研究背景 | 第10-17页 |
| 参考文献 | 第13-17页 |
| 第一部分 构建过表达CLEC9A的DC,并鉴定其生物学功能 | 第17-42页 |
| 1. 材料 | 第18-20页 |
| 1.1 主要试剂 | 第18-19页 |
| 1.2 主要仪器 | 第19页 |
| 1.3 实验动物及细胞 | 第19页 |
| 1.4 主要试剂的配置 | 第19-20页 |
| 2. 方法 | 第20-29页 |
| 2.1 骨髓来源的DC的提取及体外培养 | 第20-21页 |
| 2.2 流式细胞仪鉴定提取的DC细胞 | 第21页 |
| 2.3 质粒的提取 | 第21-22页 |
| 2.4 质粒的转染与检测 | 第22-29页 |
| 3. 结果 | 第29-36页 |
| 3.1 DC细胞的生长状况 | 第29页 |
| 3.2 流式细胞仪鉴定骨髓来源的DC细胞 | 第29-30页 |
| 3.3 荧光显微镜下观察质粒转染效率 | 第30-32页 |
| 3.4 Real-Time PCR鉴定转染DC细胞及DC2.4 细胞的最佳浓度 | 第32-33页 |
| 3.5 流式细胞仪检测转染结果 | 第33-34页 |
| 3.6 RT-PCR检测转染DC细胞和DC2.4 细胞后CLEC9A在RNA水平的表达情况 | 第34-35页 |
| 3.7 Western-Blot进一步证实DC细胞及DC2.4 细胞转染前后CLEC9A蛋白表达差异 | 第35-36页 |
| 4. 讨论 | 第36-38页 |
| 5.参考文献 | 第38-42页 |
| 第二部分 过表达CLEC9A的DC的功能和特性的检测 | 第42-54页 |
| 1. 材料 | 第43-44页 |
| 1.1 主要试剂 | 第43页 |
| 1.2 主要仪器 | 第43-44页 |
| 1.3 实验动物及细胞 | 第44页 |
| 1.4 主要试剂的配置 | 第44页 |
| 2. 方法 | 第44-45页 |
| 2.1 冻融法提取肿瘤抗原蛋白 | 第44页 |
| 2.2 PCR检测抗原刺激后DC细胞及DC2.4 细胞表面分子在m RNA的表达 | 第44-45页 |
| 2.3 流式检测抗原刺激后DC细胞及DC2.4 细胞表面分子的表达情况 | 第45页 |
| 2.4 统计学分析 | 第45页 |
| 3. 结果 | 第45-48页 |
| 3.1 PCR检测抗原刺激后DC细胞及DC2.4 细胞表面分子的表达量 | 第45-46页 |
| 3.2 流式检测抗原刺激后的DC细胞和DC2.4 细胞的表面分子表达情况 | 第46-48页 |
| 4. 讨论 | 第48-51页 |
| 5. 参考文献 | 第51-54页 |
| 综述 | 第54-61页 |
| 摘要 | 第54页 |
| 1、引言 | 第54-55页 |
| 2、CLEC9A的结构及其配体结构功能 | 第55-56页 |
| 3、CLEC9A免疫功能和抗肿瘤作用 | 第56-57页 |
| 3.1 CLEC9A的抗原识别机制 | 第56-57页 |
| 3.2 CLEC9A的抗原提呈能力 | 第57页 |
| 4、CLEC9A在肿瘤免疫治疗中的展望 | 第57-58页 |
| 5、结语 | 第58页 |
| 参考文献 | 第58-61页 |
| 硕士研究生期间发表的论文 | 第61-62页 |
| 本研究所获得资金资助 | 第62-63页 |
| 缩略词表 | 第63-64页 |
| 致谢 | 第64-65页 |
