| 摘要 | 第3-5页 |
| ABSTRACT | 第5-6页 |
| 符号说明 | 第11-12页 |
| 引言 | 第12-14页 |
| 第一章 氧化应激在糖尿病血管病变中的作用 | 第14-24页 |
| 1.1 血管中产生ROS的酶 | 第14-16页 |
| 1.1.1 NADPH氧化酶 | 第14-15页 |
| 1.1.2 黄嘌呤氧化酶 | 第15页 |
| 1.1.3 线粒体呼吸链酶复合体 | 第15-16页 |
| 1.1.4 内皮型一氧化氮合酶 | 第16页 |
| 1.2 氧化应激对脂质的影响 | 第16-17页 |
| 1.3 氧化应激对蛋白质的影响 | 第17-19页 |
| 1.3.1 AOPPs的来源及特性 | 第18页 |
| 1.3.2 AOPPs的作用 | 第18-19页 |
| 1.4 氧化应激对细胞的影响 | 第19-21页 |
| 1.4.1 氧化应激对内皮细胞的影响 | 第19-20页 |
| 1.4.1.1 氧化应激改变内皮细胞的通透性 | 第19页 |
| 1.4.1.2 氧化应激影响血管的收缩舒张功能 | 第19-20页 |
| 1.4.1.3 氧化应激对炎症发展的影响 | 第20页 |
| 1.4.1.4 氧化应激促进内皮细胞的凋亡 | 第20页 |
| 1.4.2 氧化应激对平滑肌细胞的影响 | 第20-21页 |
| 1.5 氧化应激对MicroRNA的影响 | 第21-22页 |
| 1.5.1 MicroRNA与血管内皮细胞 | 第21-22页 |
| 1.5.2 MicroRNA与血管平滑肌细胞 | 第22页 |
| 1.5.3 MicroRNA与单核细胞 | 第22页 |
| 1.6 结语 | 第22-24页 |
| 第二章 藏荆芥提取物及高糖对脐静脉内皮细胞活性的影响 | 第24-31页 |
| 2.1 实验材料与仪器 | 第24-25页 |
| 2.1.1 细胞株 | 第24页 |
| 2.1.2 试剂与耗材 | 第24-25页 |
| 2.1.3 仪器 | 第25页 |
| 2.2 药物及试剂配制 | 第25-26页 |
| 2.3 HUVECs培养 | 第26-28页 |
| 2.3.1 培养基配制 | 第26页 |
| 2.3.2 细胞复苏 | 第26-27页 |
| 2.3.3 细胞换液 | 第27页 |
| 2.3.4 细胞传代 | 第27页 |
| 2.3.5 细胞冻存 | 第27-28页 |
| 2.4 MTT法检测藏荆芥及高糖对HUVECs的毒性 | 第28页 |
| 2.4.1 藏荆芥提取物对HUVECs的毒性实验 | 第28页 |
| 2.4.2 高浓度葡萄糖对HUVECs的毒性实验 | 第28页 |
| 2.5 统计学分析 | 第28-29页 |
| 2.6 实验结果 | 第29-30页 |
| 2.6.1 藏荆芥提取物对HUVECs的毒性分析 | 第29页 |
| 2.6.2 不同浓度的葡萄糖对HUVECs的毒性分析 | 第29-30页 |
| 2.7 实验小结 | 第30-31页 |
| 第三章 藏荆芥提取物抑制高糖诱导的脐静脉内皮细胞黏附因子和ROS的生成及NF-κB的活化 | 第31-50页 |
| 3.0 实验材料与仪器 | 第31-33页 |
| 3.0.1 试剂 | 第31-32页 |
| 3.0.2 仪器 | 第32-33页 |
| 3.1 试剂配制 | 第33-34页 |
| 3.2 ELISA法检测高糖诱导HUVECs分泌的黏附因子 | 第34-35页 |
| 3.2.1 试剂盒组成 | 第34页 |
| 3.2.2 藏荆芥提取物对HUVECs黏附因子表达的影响 | 第34-35页 |
| 3.3 ROS试剂盒检测藏荆芥提取物对HUVECs内ROS表达的影响 | 第35页 |
| 3.3.1 实验步骤 | 第35页 |
| 3.4 Western blotting | 第35-39页 |
| 3.4.1 总蛋白提取 | 第35-36页 |
| 3.4.2 胞浆蛋白和核蛋白制备 | 第36页 |
| 3.4.3 配胶 | 第36-37页 |
| 3.4.4 上样准备 | 第37-38页 |
| 3.4.5 SDS-PAGE凝胶电泳 | 第38页 |
| 3.4.6 转膜 | 第38页 |
| 3.4.7 封闭及抗体孵育 | 第38页 |
| 3.4.8 显影与分析 | 第38-39页 |
| 3.5 NF-κBDNA结合活性分析 | 第39-41页 |
| 3.5.1 细胞核蛋白提取 | 第39页 |
| 3.5.2 试剂盒组成 | 第39-41页 |
| 3.6 统计学分析 | 第41页 |
| 3.7 实验结果 | 第41-49页 |
| 3.7.1 藏荆芥提取物抑制高糖诱导的HUVECs表面的ICAM-1的表达 | 第41-42页 |
| 3.7.2 藏荆芥提取物抑制高糖诱导的HUVECs表面的VCAM-1的表达 | 第42-43页 |
| 3.7.3 藏荆芥抑制高糖诱导的HUVECs表面的E-selectin的表达 | 第43-44页 |
| 3.7.4 藏荆芥提取物抑制HUVEC内ICAM-1、VCAM-1、E-selectin蛋白的表达 | 第44-45页 |
| 3.7.5 藏荆芥提取物抑制高糖诱导的HUVECs内IκB-α的磷酸化 | 第45-46页 |
| 3.7.6 藏荆芥提取物对HUVECs中NF-κBDNA结合活性的影响 | 第46-48页 |
| 3.7.7 藏荆芥提取物抑制高糖诱导的HUVECs内ROS的生成 | 第48-49页 |
| 3.8 实验小结 | 第49-50页 |
| 第四章 藏荆芥提取物诱导脐静脉内皮细胞中HO-1的表达及Nrf2的活化 | 第50-61页 |
| 4.1 实验材料与仪器 | 第50页 |
| 4.2 藏荆芥提取物对HUVECs中HO-1表达的影响 | 第50-51页 |
| 4.2.1 浓度对HO-1表达的影响 | 第50页 |
| 4.2.2 时间对HO-1表达的影响 | 第50-51页 |
| 4.3 藏荆芥提取物对HUVECs内Nrf2活化的影响 | 第51页 |
| 4.4 免疫荧光对藏荆芥提取物诱导的Nrf2定位 | 第51页 |
| 4.5 藏荆芥提取物诱导HO-1表达对HUVECs中黏附因子表达的影响 | 第51-52页 |
| 4.6 藏荆芥提取物诱导HO-1表达对HUVECs中ROS表达的影响 | 第52页 |
| 4.7 统计学分析 | 第52页 |
| 4.8 实验结果 | 第52-60页 |
| 4.8.1 藏荆芥提取物浓度对HO-1表达的影响 | 第52-54页 |
| 4.8.2 时间对HO-1表达的影响 | 第54-55页 |
| 4.8.3 藏荆芥提取物对HUVECs中Nrf2活化的影响 | 第55页 |
| 4.8.4 藏荆芥提取物对HUVECs内Nrf2核转移的影响 | 第55-56页 |
| 4.8.5 藏荆芥提取物诱导HO-1表达对HUVECs内ICAM-1表达的影响 | 第56-57页 |
| 4.8.6 藏荆芥提取物诱导HO-1表达对HUVECs内VCAM-1表达的影响 | 第57-58页 |
| 4.8.7 藏荆芥提取物诱导HO-1表达对HUVECs内E-selectin表达的影响 | 第58-59页 |
| 4.8.8 藏荆芥提取物诱导HO-1表达对HUVECs内ROS生成的影响 | 第59-60页 |
| 4.9 实验小结 | 第60-61页 |
| 第五章 藏荆芥提取物对四氧嘧啶诱导的糖尿病小鼠模型的影响 | 第61-70页 |
| 5.1 实验材料 | 第61-62页 |
| 5.1.1 动物 | 第61页 |
| 5.1.2 试剂 | 第61-62页 |
| 5.2 建立糖尿病小鼠模型 | 第62页 |
| 5.3 分组及处理 | 第62页 |
| 5.4 一般情况观察 | 第62页 |
| 5.5 小鼠空腹血糖测定 | 第62页 |
| 5.6 小鼠口服糖耐受量测定 | 第62-63页 |
| 5.7 脏器指数测定 | 第63页 |
| 5.8 血清SOD、NO及肝脏MDA、GSH-Px、TC、TG测定 | 第63页 |
| 5.9 统计学分析 | 第63页 |
| 5.10 实验结果 | 第63-69页 |
| 5.10.1 小鼠一般情况的观察 | 第63-64页 |
| 5.10.2 藏荆芥对小鼠空腹血糖的影响 | 第64-65页 |
| 5.10.3 藏荆芥对糖尿病模型小鼠口服糖耐受量的影响 | 第65-66页 |
| 5.10.4 藏荆芥对糖尿病模型小鼠脏器指数的影响 | 第66-67页 |
| 5.10.5 藏荆芥对糖尿病模型小鼠血清SOD、MDA、NO、GSH-Px、TC、TG的影响 | 第67-69页 |
| 5.11 实验小结 | 第69-70页 |
| 讨论 | 第70-73页 |
| 结论 | 第73-74页 |
| 参考文献 | 第74-81页 |
| 致谢 | 第81-82页 |
| 攻读学位期间发表的学术论文 | 第82-83页 |
