| 中文摘要 | 第4-7页 |
| Abstract | 第7-10页 |
| 英文缩略词表 | 第15-17页 |
| 第一章 绪论 | 第17-31页 |
| 1.1 研究背景 | 第17-28页 |
| 1.1.1 正畸致牙根吸收相关研究进展 | 第17-19页 |
| 1.1.2 蛋白质酪氨酸磷酸酶研究进展 | 第19-24页 |
| 1.1.3 PTP-oc 的研究现状 | 第24-28页 |
| 1.2 课题的研究思路 | 第28-29页 |
| 1.3 实验设计流程 | 第29-31页 |
| 第二章 PTP-oc 基因催化结构域的克隆表达 | 第31-47页 |
| 2.1 设备和材料 | 第31-35页 |
| 2.1.1 菌株和质粒 | 第31页 |
| 2.1.2 主要设备 | 第31-32页 |
| 2.1.3 主要试剂 | 第32-33页 |
| 2.1.4 主要溶液的配制 | 第33-35页 |
| 2.2 方法 | 第35-42页 |
| 2.2.1 PTP-oc 催化结构域基因片段（ΔPTP-oc）的引物设计 | 第35页 |
| 2.2.2 ΔPTP-oc 目的片段的提取和扩增 | 第35-39页 |
| 2.2.3 克隆载体重组质粒 pMD18-T-ΔPTP-oc 的构建和测定 | 第39-40页 |
| 2.2.4 表达载体的构建 | 第40-42页 |
| 2.2.5 ΔPTP-oc 蛋白的表达 | 第42页 |
| 2.3 结果与讨论 | 第42-46页 |
| 2.3.1 ΔPTP-oc 目的片段的扩增 | 第42-43页 |
| 2.3.2 表达载体的构建 | 第43-44页 |
| 2.3.3 目的蛋白ΔPTP-oc 的可溶性表达 | 第44-46页 |
| 2.4 小结 | 第46-47页 |
| 第三章 PTP-oc 基因催化结构域的分离纯化及酶学表征 | 第47-63页 |
| 3.1 材料和仪器 | 第47-48页 |
| 3.1.1 试剂及柱料 | 第47页 |
| 3.1.2 主要仪器 | 第47-48页 |
| 3.1.3 主要缓冲液的配制 | 第48页 |
| 3.2 方法 | 第48-57页 |
| 3.2.1 重组菌株的培养 | 第48-49页 |
| 3.2.2 目的蛋白的提取 | 第49页 |
| 3.2.3 His_6-tagged ΔPTP-oc 融合蛋白的纯化 | 第49-50页 |
| 3.2.4 His_6-tagged ΔPTP-oc 融合蛋白的纯度鉴定 | 第50-52页 |
| 3.2.5 His_6-tagged ΔPTP-oc 融合蛋白的特异性分析 | 第52-53页 |
| 3.2.6 ΔPTP-oc 蛋白二级结构分析 | 第53-54页 |
| 3.2.7 酶活力分析 | 第54-55页 |
| 3.2.8 酶学表征 | 第55-56页 |
| 3.2.9 酶促反应动力学分析 | 第56-57页 |
| 3.3 结果与讨论 | 第57-62页 |
| 3.3.1 ΔPTP-oc 的纯化及鉴定 | 第57-59页 |
| 3.3.2 酶学性质研究 | 第59-61页 |
| 3.3.3 酶促反应动力学分析 | 第61-62页 |
| 3.4 小结 | 第62-63页 |
| 第四章 PTP-oc 基因催化结构域抑制剂的筛选 | 第63-73页 |
| 4.1 设备和材料 | 第63-64页 |
| 4.1.1 主要设备 | 第63-64页 |
| 4.1.2 主要材料 | 第64页 |
| 4.1.3 主要缓冲液 | 第64页 |
| 4.2 方法 | 第64-67页 |
| 4.2.1 各单体化合物对ΔPTP-oc 的抑制率测定 | 第64-65页 |
| 4.2.2 ΔPTP-oc 抑制剂半数抑制浓度（IC50）的测定 | 第65-66页 |
| 4.2.3 抑制剂抑制类型和抑制常数（Ki）的测定 | 第66-67页 |
| 4.2.4 抑制剂专一性的考察 | 第67页 |
| 4.3 结果与讨论 | 第67-72页 |
| 4.3.1 单体化合物对ΔPTP-oc 的抑制率 | 第67-69页 |
| 4.3.2 IC50的测定 | 第69页 |
| 4.3.3 熊果酸对ΔPTP-oc 抑制类型的确定和抑制常数（Ki） | 第69-70页 |
| 4.3.4 熊果酸专一性的考察 | 第70-72页 |
| 4.4 小结 | 第72-73页 |
| 第五章 熊果酸对 U937 细胞诱导后破骨样细胞分化及吸收活性的影响 | 第73-91页 |
| 5.1 主要设备和试剂 | 第73-75页 |
| 5.1.1 主要设备 | 第73-74页 |
| 5.1.2 主要试剂 | 第74-75页 |
| 5.2 方法 | 第75-82页 |
| 5.2.1 诱导液及试剂的配制 | 第75-76页 |
| 5.2.2 U937 细胞培养方法 | 第76-77页 |
| 5.2.3 诱导 U937 细胞向破骨样细胞分化 | 第77页 |
| 5.2.4 破骨样细胞的鉴定 | 第77-80页 |
| 5.2.5 CCK-8 法测定 UA 对细胞活力的影响 | 第80-81页 |
| 5.2.6 UA 对细胞 c-Src Tyr~(527)磷酸化和 c-Src 的影响 | 第81-82页 |
| 5.2.7 数据分析 | 第82页 |
| 5.3 结果与讨论 | 第82-89页 |
| 5.3.1 U937 细胞向破骨样细胞的分化 | 第82-83页 |
| 5.3.2 破骨细胞的鉴定 | 第83-85页 |
| 5.3.3 UA 对细胞活力的影响 | 第85-87页 |
| 5.3.4 c-Src Tyr~(527)磷酸化和 c-Src 的表达变化 | 第87-88页 |
| 5.3.5 UA 对破骨样细胞分化的影响 | 第88-89页 |
| 5.3.6 UA 对破骨样细胞分化过程中标志性基因的影响 | 第89页 |
| 5.4 小结 | 第89-91页 |
| 第六章 熊果酸对大鼠牙根吸收模型的影响 | 第91-99页 |
| 6.1 材料和设备 | 第91-92页 |
| 6.1.1 实验动物 | 第91页 |
| 6.1.2 主要设备和材料 | 第91-92页 |
| 6.2 方法 | 第92-95页 |
| 6.2.0 熊果酸注射液的制备 | 第92页 |
| 6.2.1 实验性大鼠正畸牙根吸收模型的建立 | 第92-93页 |
| 6.2.2 实验性大鼠牙根吸收模型给药方法 | 第93页 |
| 6.2.3 大鼠牙齿移动距离的测量 | 第93-94页 |
| 6.2.4 组织标本的取材和制备 | 第94页 |
| 6.2.5 HE 染色 | 第94页 |
| 6.2.6 免疫组化染色 | 第94-95页 |
| 6.2.7 统计学分析 | 第95页 |
| 6.3 结果与讨论 | 第95-98页 |
| 6.3.1 大鼠牙移动距离 | 第95-96页 |
| 6.3.2 HE 染色结果 | 第96-97页 |
| 6.3.3 PY527 c-Src 在牙根吸收过程中的表达 | 第97-98页 |
| 6.4 小结 | 第98-99页 |
| 第七章 结论 | 第99-101页 |
| 参考文献 | 第101-115页 |
| 作者简介及在读期间科研成果 | 第115-117页 |
| 致谢 | 第117-118页 |
