| 摘要 | 第8-11页 |
| ABSTRACT | 第11-13页 |
| 缩写符号对照表 | 第14-15页 |
| 第一章 绪论 | 第15-21页 |
| 1.1 引言 | 第15页 |
| 1.2 多氯联苯 | 第15-17页 |
| 1.2.1 多氯联苯的结构和性质 | 第15页 |
| 1.2.2 多氯联苯的国内外污染现状 | 第15-16页 |
| 1.2.3 多氯联苯的暴露与毒性 | 第16-17页 |
| 1.2.4 多氯联苯的代谢 | 第17页 |
| 1.3 小窝蛋白caveolin-1 | 第17页 |
| 1.3.1 caveolin-1的结构 | 第17页 |
| 1.3.2 caveolin-1的功能 | 第17页 |
| 1.4 microRNA的特点和作用方式 | 第17-18页 |
| 1.5 动脉粥样硬化的发病机制 | 第18-19页 |
| 1.5.1 炎症与动脉粥样硬化 | 第18页 |
| 1.5.2 凋亡与动脉粥样硬化 | 第18-19页 |
| 1.5.3 非编码RNA与动脉粥样硬化 | 第19页 |
| 1.6 持久性有机污染物与动脉粥样硬化的关系 | 第19-20页 |
| 1.7 立体依据及意义 | 第20-21页 |
| 第二章 PCB 29-pQ加速ApoE~(-/-)小鼠动脉粥样硬化形成 | 第21-27页 |
| 2.1 引言 | 第21页 |
| 2.2 实验材料 | 第21-22页 |
| 2.2.1 实验动物 | 第21页 |
| 2.2.2 实验仪器 | 第21页 |
| 2.2.3 实验试剂 | 第21-22页 |
| 2.3 实验方法 | 第22-23页 |
| 2.3.1 小鼠动脉粥样硬化模型建立及PCB 29-pQ干预 | 第22页 |
| 2.3.2 小鼠取材 | 第22-23页 |
| 2.3.3 主动脉整体油红0染色 | 第23页 |
| 2.3.4 HE染色 | 第23页 |
| 2.3.5 免疫荧光组化 | 第23页 |
| 2.3.6 组织TUNEL实验 | 第23页 |
| 2.3.7 统计学分析 | 第23页 |
| 2.4 实验结果 | 第23-26页 |
| 2.4.1 PCB 29-pQ对ApoE~(-/-)小鼠主动脉斑块面积的影响 | 第23-24页 |
| 2.4.2 PCB 29-pQ诱导巨噬细胞在ApoE~(-/-)小鼠主动脉的聚集 | 第24-25页 |
| 2.4.3 PCB 29-pQ诱导ApoE~(-/-)小鼠主动脉内皮细胞凋亡 | 第25-26页 |
| 2.5 讨论 | 第26-27页 |
| 第三章 PCB 29-pQ通过CAV1磷酸化诱导内皮细胞炎症反应和动脉粥样硬化的形成 | 第27-47页 |
| 3.1 引言 | 第27页 |
| 3.2 实验材料 | 第27-28页 |
| 3.2.1 实验动物 | 第27页 |
| 3.2.2 实验细胞株 | 第27页 |
| 3.2.3 实验仪器 | 第27-28页 |
| 3.2.4 实验试剂 | 第28页 |
| 3.3 实验方法 | 第28-33页 |
| 3.3.1 细胞培养与处理 | 第28-29页 |
| 3.3.2 动物分组 | 第29页 |
| 3.3.3 细胞总蛋白提取与定量 | 第29-30页 |
| 3.3.4 Western Blot实验 | 第30页 |
| 3.3.5 细胞免疫荧光实验 | 第30-31页 |
| 3.3.6 免疫共沉淀实验 | 第31页 |
| 3.3.7 单核细胞黏附实验 | 第31页 |
| 3.3.8 siRNA转染 | 第31-32页 |
| 3.3.9 油红O染色 | 第32页 |
| 3.3.10 HE染色 | 第32页 |
| 3.3.11 免疫组化 | 第32-33页 |
| 3.3.12 酶联免疫吸附实验 | 第33页 |
| 3.3.13 活性氧(ROS)检测 | 第33页 |
| 3.3.14 统计分析 | 第33页 |
| 3.4 实验结果 | 第33-43页 |
| 3.4.1 PCB 29-pQ激活内皮细胞的炎症反应 | 第33-35页 |
| 3.4.2 CAV1磷酸化参与PCB 29-pQ诱导的炎症反应 | 第35-37页 |
| 3.4.3 CAV1与eNOS的相互作用影响PCB 29-pQ诱导的炎症反应 | 第37-38页 |
| 3.4.4 PCB 29-pQ通过CAV1磷酸化诱导TLR4结合到CAV1 | 第38-39页 |
| 3.4.5 PCB 29-pQ通过CAV1磷酸化诱导IRAK1从CAV1解离 | 第39-40页 |
| 3.4.6 敲除CAV1抑制PCB 29-pQ诱导动脉粥样硬化形成 | 第40页 |
| 3.4.7 敲除CAV1抑制PCB 29-pQ诱导的ApoE~(-/-)小鼠主动脉炎症因子表达 | 第40-43页 |
| 3.5 讨论 | 第43-47页 |
| 第四章 PCB 29-pQ通过调控miR-7-5p诱导HUVECs的凋亡和动脉粥样硬化的形成 | 第47-65页 |
| 4.1 引言 | 第47页 |
| 4.2 实验材料 | 第47-48页 |
| 4.2.1 实验动物 | 第47页 |
| 4.2.2 细胞株 | 第47页 |
| 4.2.3 实验仪器 | 第47页 |
| 4.2.4 实验试剂 | 第47-48页 |
| 4.3 实验方法 | 第48-54页 |
| 4.3.1 小鼠动脉粥样硬化模型建立及PCB 29-pQ干预 | 第48页 |
| 4.3.2 细胞培养 | 第48页 |
| 4.3.3 核酸原位杂交 | 第48-49页 |
| 4.3.4 细胞microRNA测序 | 第49页 |
| 4.3.5 细胞存活率实验 | 第49-51页 |
| 4.3.6 蛋白提取和Western blot实验 | 第51页 |
| 4.3.7 血管生成实验 | 第51页 |
| 4.3.8 流式细胞术检测细胞凋亡 | 第51页 |
| 4.3.9 线粒体膜电位(JC-1)检测 | 第51-52页 |
| 4.3.10 miRNA mimics/inhibitor转染 | 第52页 |
| 4.3.11 双荧光素酶报告基因实验 | 第52页 |
| 4.3.12 生物信息学分析 | 第52-53页 |
| 4.3.13 统计分析 | 第53-54页 |
| 4.4 实验结果 | 第54-63页 |
| 4.4.1 PCB 29-pQ抑制HUVECs血管生成并诱导细胞凋亡 | 第54-55页 |
| 4.4.2 PCB 29-pQ改变HUVECs中microRNA和mRNA的表达 | 第55-56页 |
| 4.4.3 干扰miR-7-5p后影响PCB 29-pQ诱导的内皮细胞损伤 | 第56-57页 |
| 4.4.4 miR-7-5p靶向作用于PPME1和TGF-β2 | 第57-60页 |
| 4.4.5 干扰PPME1和TGF-β2影响PCB 29-pQ诱导的细胞凋亡 | 第60-61页 |
| 4.4.6 PCB 29-pQ上调ApoE~(-/-)小鼠主动脉miR-7-5p,下调PPME1和TGF-β2的表达 | 第61-63页 |
| 4.5 讨论 | 第63-65页 |
| 全文总结 | 第65-67页 |
| 参考文献 | 第67-75页 |
| 致谢 | 第75-77页 |
| 作者攻读硕士学位期间已发表科研成果 | 第77-78页 |
