| 中文摘要 | 第3-5页 |
| Abstact | 第5-7页 |
| 缩略语表 | 第15-19页 |
| 第一章 绪论 | 第19-31页 |
| 1.1 肿瘤的治疗和研究现状 | 第19-22页 |
| 1.1.1 肿瘤病人的生存现状 | 第19-20页 |
| 1.1.2 肿瘤治疗的研究现状 | 第20-22页 |
| 1.2 肿瘤转移机制的研究现状 | 第22-26页 |
| 1.2.1 肿瘤转移的过程 | 第22-24页 |
| 1.2.1.1 肿瘤细胞入侵细胞外基质 | 第23页 |
| 1.2.1.2 循环肿瘤细胞在血液中幸存和成功粘附 | 第23-24页 |
| 1.2.1.3 肿瘤细胞在远端器官形成微转移灶 | 第24页 |
| 1.2.2 肿瘤微环境与肿瘤细胞休眠 | 第24-25页 |
| 1.2.3 EMT | 第25-26页 |
| 1.2.4 肿瘤转移的器官特异性 | 第26页 |
| 1.3 肿瘤细胞代谢与肿瘤转移的关系 | 第26-27页 |
| 1.4 一氧化氮的生物学功能及其研究进展 | 第27-28页 |
| 1.5 本研究论文的构想 | 第28-29页 |
| 1.6 本研究论文的主要创新之处 | 第29-31页 |
| 第一部分 基于循环肿瘤细胞的肿瘤转移动力学研究 | 第31-70页 |
| 第二章 循环肿瘤细胞的生物学特性及其在肿瘤转移过程中的作用 | 第32-55页 |
| 2.1 前言 | 第32-33页 |
| 2.2 实验仪器和材料 | 第33-36页 |
| 2.2.1 实验仪器 | 第33-34页 |
| 2.2.2 实验试剂与耗材 | 第34-35页 |
| 2.2.3 细胞 | 第35-36页 |
| 2.2.4 相关溶液的配制 | 第36页 |
| 2.3 实验方法 | 第36-41页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第36-37页 |
| 2.3.2 人健康志愿者和结直肠癌患者血液样本的收集 | 第37页 |
| 2.3.3 免疫磁珠阴性富集结合流式细胞术分析、定量和分离CTCs | 第37-41页 |
| 2.3.3.1 流式细胞仪检测6种结肠癌细胞株表面EpCAM的表达 | 第37页 |
| 2.3.3.2 建立免疫磁珠阴性富集结合流式细胞术分离CTCs的方法 | 第37-39页 |
| 2.3.3.3 免疫磁珠阴性富集结合流式细胞术分离CTCs方法的验证 | 第39页 |
| 2.3.3.4 结直肠癌患者血液样本中CTCs的分析、定量和分离 | 第39页 |
| 2.3.3.5 免疫荧光法鉴定分离得到的CTCs | 第39-40页 |
| 2.3.3.6 CTCs的活性分析 | 第40页 |
| 2.3.3.7 体外探索性培养结直肠癌患者血液样本中的CTCs | 第40-41页 |
| 2.3.4 统计学分析 | 第41页 |
| 2.4 实验结果 | 第41-52页 |
| 2.4.1 免疫磁珠阴性富集结合流式细胞术分离CTCs的方法依据 | 第41-43页 |
| 2.4.1.1 EpCAM高表达于所有结肠癌细胞表面 | 第41页 |
| 2.4.1.2 CD45可用于区分血液中的白细胞和CTCs | 第41-42页 |
| 2.4.1.3 密度梯度离心和免疫磁珠阴性富集去除血细胞 | 第42-43页 |
| 2.4.2 免疫磁珠阴性富集结合流式细胞术分离CTCs方法的特性 | 第43-46页 |
| 2.4.2.1 具有高特异性、高回收率、高灵敏性和高重复性 | 第43-45页 |
| 2.4.2.2 被分离的CTCs能够保持较高生物活性 | 第45-46页 |
| 2.4.3 CTCs的生物学特征 | 第46-48页 |
| 2.4.3.1 CTCs的表面形态特性 | 第46-47页 |
| 2.4.3.2 CTCs体外扩增培养的难适应性和个体差异性 | 第47-48页 |
| 2.4.4 CTCs与肿瘤恶性程度之间的关系 | 第48-52页 |
| 2.4.4.1 CTCs数量与肿瘤恶性程度的关系 | 第48-50页 |
| 2.4.4.2 CTCs数量与肿瘤组织大小的关系 | 第50页 |
| 2.4.4.3 CTCs表面CD47和CD44的表达与肿瘤恶性程度的关系 | 第50-52页 |
| 2.5 讨论 | 第52-53页 |
| 2.6 小结 | 第53-55页 |
| 第三章 循环肿瘤细胞的循环动力学研究 | 第55-70页 |
| 3.1 前言 | 第55页 |
| 3.2 实验仪器和材料 | 第55-58页 |
| 3.2.1 实验仪器 | 第55-56页 |
| 3.2.2 实验试剂与耗材 | 第56-57页 |
| 3.2.3 细胞 | 第57页 |
| 3.2.4 实验动物 | 第57-58页 |
| 3.2.5 相关溶液的配制 | 第58页 |
| 3.3 实验方法 | 第58-60页 |
| 3.3.1 细胞培养 | 第58页 |
| 3.3.2 动物饲养 | 第58页 |
| 3.3.3 CTCs循环动力学检测 | 第58-60页 |
| 3.3.3.1 CT26细胞染色和计数 | 第59页 |
| 3.3.3.2 CT26细胞尾静脉注射后取血和样本处理 | 第59页 |
| 3.3.3.3 流式细胞仪检测和计数 | 第59-60页 |
| 3.3.3.4 CTCs数量与血液循环时间动力学关系分析 | 第60页 |
| 3.3.3.5 小动物活体成像仪观察CTCs在小鼠体内器官分布情况 | 第60页 |
| 3.3.4 肿瘤转移模型的构建 | 第60页 |
| 3.4 实验结果 | 第60-67页 |
| 3.4.1 CFSE对CT26细胞活性的影响 | 第60-61页 |
| 3.4.2 CTCs的血液循环动力学规律 | 第61-65页 |
| 3.4.2.1 流式细胞仪分析CTCs数量与循环时间的关系 | 第61-63页 |
| 3.4.2.2 两相衰减方程拟合分析 | 第63-65页 |
| 3.4.2.3 药代动力学软件模拟分析 | 第65页 |
| 3.4.3 肿瘤细胞的器官特异性分布 | 第65页 |
| 3.4.4 肿瘤转移的器官特异性 | 第65-67页 |
| 3.5 讨论 | 第67-69页 |
| 3.6 小结 | 第69-70页 |
| 第二部分 基于肿瘤微环境的肿瘤转移动力学研究 | 第70-163页 |
| 第四章 细胞因子调节肿瘤细胞粘附于血管内膜的作用及其分子机制研究 | 第71-89页 |
| 4.1 前言 | 第71页 |
| 4.2 实验仪器和材料 | 第71-76页 |
| 4.2.1 实验仪器 | 第71-72页 |
| 4.2.2 实验试剂与耗材 | 第72-74页 |
| 4.2.3 细胞 | 第74页 |
| 4.2.4 相关溶液的配制 | 第74-76页 |
| 4.3 实验方法 | 第76-79页 |
| 4.3.1 细胞培养 | 第76页 |
| 4.3.1.1 HT29细胞的培养 | 第76页 |
| 4.3.1.2 人脐静脉内皮细胞(HUVECs)的分离、培养和鉴定 | 第76页 |
| 4.3.2 细胞因子对肿瘤细胞粘附于HUVECs表面的影响 | 第76-77页 |
| 4.3.3 细胞因子对HUVECs表面粘附分子表达的影响 | 第77-78页 |
| 4.3.3.1 细胞因子浓度、作用时间对HUVECs表面粘附分子表达的影响 | 第77页 |
| 4.3.3.2 不同细胞因子单独或联合作用对HUVECs表面粘附分子表达的影响 | 第77-78页 |
| 4.3.4 Western blot检测细胞因子对AKT-NF-κB-CAMs信号通路的调节机制 | 第78-79页 |
| 4.3.5 统计学分析 | 第79页 |
| 4.4 实验结果 | 第79-87页 |
| 4.4.1 HUVECs的鉴定和纯度分析 | 第79-80页 |
| 4.4.2 细胞因子促进肿瘤细胞粘附于HUVECs | 第80-82页 |
| 4.4.3 HUVECs表面粘附分子表达与细胞因子浓度和作用时间相关 | 第82-83页 |
| 4.4.4 HUVECs表面粘附分子表达与细胞因子种类和作用方式密切相关 | 第83-86页 |
| 4.4.4.1 HUVECs对不同细胞因子具有不同的敏感性 | 第83-84页 |
| 4.4.4.2 IFN-γ与其他细胞因子联合作用于HUVECs具有协同效应 | 第84-86页 |
| 4.4.5 细胞因子IL-1β通过激活NF-κB信号通路导致HUVECs表面粘附分子的表达 | 第86-87页 |
| 4.5 讨论 | 第87-88页 |
| 4.6 小结 | 第88-89页 |
| 第五章 血小板活化促进肿瘤转移的作用及其分子机制研究 | 第89-103页 |
| 5.1 前言 | 第89页 |
| 5.2 实验仪器和材料 | 第89-92页 |
| 5.2.1 实验仪器 | 第89-90页 |
| 5.2.2 实验试剂与耗材 | 第90-91页 |
| 5.2.3 细胞 | 第91-92页 |
| 5.2.4 相关溶液的配制 | 第92页 |
| 5.3 实验方法 | 第92-95页 |
| 5.3.1 细胞培养 | 第92页 |
| 5.3.2 人健康志愿者血液样本的采集 | 第92页 |
| 5.3.3 荧光法分析血小板活化对肿瘤细胞粘附于HUVECs表面的影响 | 第92-93页 |
| 5.3.4 流式细胞仪和共聚焦显微镜检测肿瘤细胞表面蛋白的表达 | 第93页 |
| 5.3.5 流式细胞仪分析血小板与肿瘤细胞的聚集作用 | 第93-94页 |
| 5.3.6 流式细胞仪分析血小板活化后P-selectin和GPⅡb/Ⅲa的表达 | 第94页 |
| 5.3.7 抗体封闭法分析P-selectin和Slex在血小板与肿瘤细胞聚集过程中的作用 | 第94-95页 |
| 5.3.8 酶联免疫法(ELISA)检测血小板与肿瘤细胞共孵育后TGF-β水平的变化 | 第95页 |
| 5.4 实验结果 | 第95-101页 |
| 5.4.1 活化后的血小板促进肿瘤细胞在HUVECs表面的粘附 | 第95-96页 |
| 5.4.2 被激活的血小板能够与肿瘤细胞形成血小板—肿瘤细胞聚集体 | 第96-99页 |
| 5.4.3 被激活的血小板高表达P-selectin和GPⅡb/Ⅲa | 第99页 |
| 5.4.4 血小板-肿瘤细胞聚集体形成的机制 | 第99-101页 |
| 5.4.5 血小板/肿瘤细胞相互作用促进TGF-β分泌并激活pSmad的表达 | 第101页 |
| 5.5 讨论 | 第101-102页 |
| 5.6 小结 | 第102-103页 |
| 第六章 TGF-β调节肿瘤细胞的转移活性、代谢潜能和增殖速率及其分子机制研究 | 第103-128页 |
| 6.1 前言 | 第103页 |
| 6.2 实验仪器和材料 | 第103-107页 |
| 6.2.1 实验仪器 | 第103-104页 |
| 6.2.2 实验试剂与耗材 | 第104-107页 |
| 6.2.3 细胞 | 第107页 |
| 6.2.4 相关溶液的配制 | 第107页 |
| 6.3 实验方法 | 第107-112页 |
| 6.3.1 细胞培养 | 第107页 |
| 6.3.2 肿瘤细胞的形态学观察 | 第107-108页 |
| 6.3.3 Transwell实验检测肿瘤细胞侵袭能力的变化 | 第108页 |
| 6.3.4 流式细胞仪分析肿瘤细胞周期分布 | 第108-109页 |
| 6.3.5 葡萄糖代谢能力分析 | 第109-110页 |
| 6.3.6 细胞内ATP水平分析 | 第110页 |
| 6.3.7 qRT-PCR检测肿瘤细胞mRNA转录水平的变化 | 第110-111页 |
| 6.3.8 Western blot检测肿瘤细胞蛋白水平的变化 | 第111-112页 |
| 6.3.9 激光共聚焦显微镜观察细胞骨架和线粒体分布的变化 | 第112页 |
| 6.4 实验结果 | 第112-126页 |
| 6.4.1 TGF-β增强结肠癌肿瘤细胞转移活性 | 第112-115页 |
| 6.4.1.1 TGF-β诱导结肠癌肿瘤细胞发生EMT | 第112-114页 |
| 6.4.1.2 TGF-β增强结肠癌肿瘤细胞的转移侵袭能力 | 第114-115页 |
| 6.4.2 TGF-β调节肿瘤细胞代谢和增殖活性 | 第115-119页 |
| 6.4.2.1 TGF-β促进肿瘤细胞葡萄糖代谢和ATP合成 | 第115-117页 |
| 6.4.2.2 TGF-β促进AKT信号通路的激活 | 第117-118页 |
| 6.4.2.3 TGF-β适当调节肿瘤细胞的细胞周期分布 | 第118-119页 |
| 6.4.3 TGF-β诱导的高转移性HCT116细胞具有更强的代谢潜能和环境适应能力 | 第119-126页 |
| 6.4.3.1 高转移性HCT116在应激条件下能够激发潜在的能量代谢 | 第119-120页 |
| 6.4.3.2 高转移性HCT116在OXPHOS被抑制时减缓细胞增殖速度 | 第120-122页 |
| 6.4.3.3 高转移性HCT116在OXPHOS被抑制时激活糖酵解和抑制细胞周期蛋白表达 | 第122-124页 |
| 6.4.3.4 高转移性HCT116在OXPHOS被抑制时促进细胞形变和增强细胞运动能力 | 第124-126页 |
| 6.5 讨论 | 第126-127页 |
| 6.6 小结 | 第127-128页 |
| 第七章 不同转移活性肿瘤细胞对微环境适应能力的差异及其分子机制研究 | 第128-150页 |
| 7.1 前言 | 第128页 |
| 7.2 实验仪器和材料 | 第128-133页 |
| 7.2.1 实验仪器 | 第128-129页 |
| 7.2.2 实验试剂与耗材 | 第129-132页 |
| 7.2.3 细胞 | 第132页 |
| 7.2.4 相关溶液的配制 | 第132-133页 |
| 7.3 实验方法 | 第133-137页 |
| 7.3.1 细胞培养 | 第133页 |
| 7.3.2 流式细胞仪分析SW480和SW620细胞转移相关蛋白表达的差异 | 第133页 |
| 7.3.3 不同微环境中SW480和SW620细胞ATP合成能力的差异 | 第133-134页 |
| 7.3.4 Western blot检测不同微环境中SW480和SW620细胞蛋白表达的差异 | 第134页 |
| 7.3.5 流式细胞仪分析不同微环境中SW480和SW620细胞凋亡情况 | 第134-135页 |
| 7.3.6 流式细胞仪分析不同微环境中SW480和SW620细胞线粒体膜电位的差异 | 第135页 |
| 7.3.7 qRT-PCR分析不同微环境中SW480和SW620细胞mRNA转录水平的差异 | 第135-136页 |
| 7.3.8 对比SW480和SW620细胞对血清饥饿培养的耐受性和敏感性 | 第136页 |
| 7.3.9 统计学分析 | 第136-137页 |
| 7.4 实验结果 | 第137-148页 |
| 7.4.1 SW620比SW480具有更强的能量代谢潜能 | 第137-138页 |
| 7.4.2 SW620比SW480具有更强的无氧糖酵解代谢能力 | 第138-140页 |
| 7.4.3 SW620和SW480在不同微环境中周期调控蛋白表达的差异 | 第140-143页 |
| 7.4.4 SW620和SW480细胞在不同微环境中细胞凋亡和线粒体膜电位的差异 | 第143-144页 |
| 7.4.5 SW620和SW480细胞在不同微环境中mRNA转录水平的差异 | 第144-146页 |
| 7.4.6 SW620和SW480细胞转移相关调控蛋白表达的差异 | 第146-147页 |
| 7.4.7 SW620比SW480对无血清饥饿培养具有更强的耐受性 | 第147-148页 |
| 7.5 讨论 | 第148-149页 |
| 7.6 小结 | 第149-150页 |
| 第八章 CD133和CD166与肿瘤转移的关系研究 | 第150-163页 |
| 8.1 前言 | 第150页 |
| 8.2 实验仪器和材料 | 第150-153页 |
| 8.2.1 实验仪器 | 第150-151页 |
| 8.2.2 实验试剂与耗材 | 第151-152页 |
| 8.2.3 细胞 | 第152-153页 |
| 8.2.4 相关溶液的配制 | 第153页 |
| 8.3 实验方法 | 第153-155页 |
| 8.3.1 细胞培养 | 第153页 |
| 8.3.2 检测CD133+和CD133-细胞增殖、迁移和能量代谢能力的差异 | 第153-154页 |
| 8.3.2.1 MTT实验 | 第153页 |
| 8.3.2.2 细胞划痕实验 | 第153-154页 |
| 8.3.3 CD166蛋白与肿瘤细胞转移的关系 | 第154-155页 |
| 8.3.3.1 流式细胞仪检测不同肿瘤细胞CD166表达的差异 | 第154页 |
| 8.3.3.2 siRNA干扰CD166的表达实验研究CD166对细胞转移活性的影响 | 第154-155页 |
| 8.3.4 正常和高侵袭性HCT116细胞表面蛋白表达的差异 | 第155页 |
| 8.3.5 统计学分析 | 第155页 |
| 8.4 实验结果 | 第155-162页 |
| 8.4.1 CD133+细胞具有更强的增殖和迁移能力 | 第155-158页 |
| 8.4.2 CD166蛋白与肿瘤细胞的转移活性密切相关 | 第158-161页 |
| 8.4.3 Integrin α6可能与HCT116细胞的侵袭性相关 | 第161-162页 |
| 8.5 讨论 | 第162页 |
| 8.6 小结 | 第162-163页 |
| 第三部分 基于肿瘤转移动力学理论基础,研究斯诺普利在预防肿瘤转移中的潜在应用 | 第163-191页 |
| 第九章 斯诺普利抑制肿瘤细胞粘附于血管内膜、抑制血小板活化引起的CTCs/血小板聚集及其作用机制研究 | 第164-183页 |
| 9.1 前言 | 第164页 |
| 9.2 实验仪器和材料 | 第164-168页 |
| 9.2.1 实验仪器 | 第164-165页 |
| 9.2.2 实验试剂与耗材 | 第165-168页 |
| 9.2.3 细胞 | 第168页 |
| 9.2.4 实验动物 | 第168页 |
| 9.2.5 相关溶液的配制 | 第168页 |
| 9.3 实验方法 | 第168-172页 |
| 9.3.1 细胞培养、动物饲养和血液样本收集 | 第168-169页 |
| 9.3.2 CapNO对细胞活性的影响 | 第169页 |
| 9.3.3 荧光法分析CapNO对肿瘤细胞和内皮细胞间粘附的影响 | 第169页 |
| 9.3.3.1 CapNO对炎症因子诱导的HT29细胞和HUVECs间粘附的影响 | 第169页 |
| 9.3.3.2 CapNO对血小板活化诱导的HT29细胞和HUVECs间粘附的影响 | 第169页 |
| 9.3.4 离体血管主动脉分析CapNO对血管舒张的影响 | 第169-170页 |
| 9.3.5 流式细胞仪分析CapNO对内皮细胞表面粘附分子表达的影响 | 第170页 |
| 9.3.6 Western blot分析CapNO对AKT-NF-κB-CAMs信号通路的影响 | 第170页 |
| 9.3.7 流式细胞仪分析CapNO对血小板-肿瘤细胞聚集体形成的影响 | 第170-171页 |
| 9.3.7.1 CapNO对血小板-肿瘤细胞聚集体形成的影响 | 第170页 |
| 9.3.7.2 CapNO对血小板活化蛋白P-selectin和GPⅡb/Ⅲa表达的影响 | 第170-171页 |
| 9.3.7.3 体内实验分析CapNO对血小板活化的影响 | 第171页 |
| 9.3.8 CapNO对凝血时间的影响 | 第171页 |
| 9.3.9 CapNO对肿瘤细胞表面抗原表达和代谢活性的影响 | 第171-172页 |
| 9.3.9.1 流式细胞仪分析CapNO对HT29细胞表面抗原表达的影响 | 第171页 |
| 9.3.9.2 qRT-PCR分析CapNO对HT29细胞mRNA转录水平的影响 | 第171页 |
| 9.3.9.3 CapNO对HT29细胞ATP合成的影响 | 第171-172页 |
| 9.3.10 统计学分析 | 第172页 |
| 9.4 实验结果 | 第172-181页 |
| 9.4.1 CapNO具有低的细胞毒性 | 第172-173页 |
| 9.4.2 CapNO能够有效抑制肿瘤细胞在内皮细胞上的粘附 | 第173-174页 |
| 9.4.3 CapNO具有舒张血管的作用 | 第174-176页 |
| 9.4.4 CapNO抑制内皮细胞粘附分子的表达和血小板/肿瘤细胞聚集 | 第176-177页 |
| 9.4.5 CapNO抑制AKT-NF-κB-CAMs信号通路 | 第177-178页 |
| 9.4.6 CapNO抑制血小板活化和肿瘤细胞表面Slex的表达 | 第178-179页 |
| 9.4.7 CapNO具有抑制体内血小板活化和抗凝血作用 | 第179-180页 |
| 9.4.8 CapNO调节肿瘤细胞表面蛋白的表达和抑制肿瘤细胞能量代谢 | 第180-181页 |
| 9.5 讨论 | 第181-182页 |
| 9.6 小结 | 第182-183页 |
| 第十章 斯诺普利预防小鼠结肠癌和黑色素瘤转移的体内研究 | 第183-191页 |
| 10.1 前言 | 第183页 |
| 10.2 实验仪器和材料 | 第183-185页 |
| 10.2.1 实验仪器 | 第183-184页 |
| 10.2.2 实验试剂与耗材 | 第184-185页 |
| 10.2.3 细胞 | 第185页 |
| 10.2.4 实验动物 | 第185页 |
| 10.2.5 相关溶液的配制 | 第185页 |
| 10.3 实验方法 | 第185-186页 |
| 10.3.1 细胞培养和动物饲养 | 第185页 |
| 10.3.2 CapNO预防小鼠黑色素瘤转移实验 | 第185-186页 |
| 10.3.3 CapNO预防小鼠结肠癌转移实验 | 第186页 |
| 10.3.4 统计学分析 | 第186页 |
| 10.4 实验结果 | 第186-189页 |
| 10.4.1 CapNO抑制小鼠黑色素瘤细胞B16F10在C57BL/6小鼠体内转移 | 第186-188页 |
| 10.4.2 CapNO抑制结肠癌细胞CT26在BALB/c小鼠体内转移 | 第188-189页 |
| 10.5 讨论 | 第189页 |
| 10.6 小结 | 第189-191页 |
| 结论 | 第191-193页 |
| 展望 | 第193-194页 |
| 参考文献 | 第194-209页 |
| 致谢 | 第209-211页 |
| 附录 | 第211-213页 |
| 作者简历 | 第213-217页 |
