| 摘要 | 第4-7页 |
| ABSTRACT | 第7-9页 |
| 引言 | 第14-19页 |
| 1 卵形鲳鲹的生物学特征 | 第14页 |
| 2 卵形鲳鲹的国内外研究现状 | 第14-15页 |
| 3 溶氧对鱼类的意义 | 第15页 |
| 4 鱼类的窒息点 | 第15页 |
| 5 低氧胁迫对鱼类肝脏和鳃器官的影响的研究进展 | 第15-16页 |
| 6 低氧胁迫对鱼类肝脏和鳃器官的生理影响 | 第16页 |
| 7 LDH-A基因及其研究现状 | 第16页 |
| 8 MMP9基因及其研究现状 | 第16-17页 |
| 9 研究的主要内容 | 第17页 |
| 10 研究的目的意义 | 第17-19页 |
| 第一章 低氧胁迫对卵形鲳鲹肝脏和鳃器官的组织学影响 | 第19-35页 |
| 1.1 材料和方法 | 第19-21页 |
| 1.1.1 实验材料 | 第19页 |
| 1.1.2 实验方法 | 第19-21页 |
| 1.2 结果 | 第21-30页 |
| 1.2.1 卵形鲳鲹的窒息点 | 第21页 |
| 1.2.2 慢性低氧胁迫下卵形鲳鲹的存活量 | 第21-22页 |
| 1.2.3 低氧胁迫后肝脏和鳃器官的显微观察 | 第22-25页 |
| 1.2.3.1 肝脏低氧胁迫后的显微观察 | 第22页 |
| 1.2.3.2 鳃器官低氧胁迫后的显微观察 | 第22-25页 |
| 1.2.4 低氧胁迫后肝脏和鳃器官的显微观察 | 第25-28页 |
| 1.2.4.1 肝脏低氧胁迫后的透射电镜变化 | 第25-27页 |
| 1.2.4.2 鳃器官低氧胁迫后的透射电镜变化 | 第27-28页 |
| 1.2.5 鳃器官低氧胁迫后的扫描电镜变化 | 第28-30页 |
| 1.2.5.1 低氧胁迫对鳃小片的影响 | 第28页 |
| 1.2.5.2 低氧胁迫对鳃小片基部的影响 | 第28页 |
| 1.2.5.3 低氧胁迫对鳃丝表面的影响 | 第28-29页 |
| 1.2.5.4 低氧胁迫对鳃小片间基部的影响 | 第29-30页 |
| 1.3 讨论 | 第30-35页 |
| 1.3.1 卵形鲳鲹的窒息点 | 第30-31页 |
| 1.3.2 低氧胁迫下卵形鲳鲹肝脏的组织学变化 | 第31-32页 |
| 1.3.2.1 低氧胁迫对卵形鲳鲹肝脏组织的影响 | 第31页 |
| 1.3.2.2 卵形鲳鲹低氧后肝脏线粒体和内质网的变化 | 第31-32页 |
| 1.3.2.3 急性低氧胁迫中卵形鲳鲹肝脏出现的过氧化物酶体 | 第32页 |
| 1.3.3 低氧胁迫对卵形鲳鲹鳃器官的组织学影响 | 第32-35页 |
| 1.3.3.1 低氧胁迫下鳃器官的变化 | 第32-33页 |
| 1.3.3.2 低氧胁迫下MRC的变化 | 第33页 |
| 1.3.3.3 低氧胁迫下鳃红细胞的变化 | 第33-35页 |
| 第二章 低氧胁迫下卵形鲳鲹肝脏和鳃器官的氧化应激及肝脏的能量代谢变化 | 第35-45页 |
| 2.1 材料与方法 | 第35-37页 |
| 2.1.1 实验材料及低氧胁迫实验过程 | 第35-36页 |
| 2.1.2 实验方法 | 第36页 |
| 2.1.3 统计分析 | 第36-37页 |
| 2.2 实验结果 | 第37-42页 |
| 2.2.1 低氧胁迫后卵形鲳鲹肝脏的氧化应激 | 第37-39页 |
| 2.2.2 低氧胁迫后卵形鲳鲹鳃的氧化应激 | 第39-41页 |
| 2.2.3 低氧胁迫后卵形鲳鲹肝脏能量代谢变化 | 第41-42页 |
| 2.3 讨论 | 第42-45页 |
| 2.3.1 卵形鲳鲹肝脏和鳃器官的组织中SOD和CAT在低氧胁迫下的变化 | 第42-43页 |
| 2.3.2 卵形鲳鲹肝脏和鳃器官的组织中GSH和MDA在低氧胁迫下的变化 | 第43-44页 |
| 2.3.3 卵形鲳鲹肝脏LG和LDH在低氧胁迫下的变化 | 第44-45页 |
| 第三章 卵形鲳鲹低氧相关基因的克隆和序列分析 | 第45-61页 |
| 3.1 材料和方法 | 第45-53页 |
| 3.1.0 实验材料及低氧胁迫实验过程及取样 | 第45页 |
| 3.1.1 试剂盒及药品 | 第45-46页 |
| 3.1.2 相关实验试剂培养基和溶液配制 | 第46-47页 |
| 3.1.3 引物设计 | 第47-48页 |
| 3.1.4 RNA提取 | 第48页 |
| 3.1.5 反转录 | 第48-49页 |
| 3.1.6 cDNA第一链的纯化 | 第49-50页 |
| 3.1.7 cDNA第一链 5′末端加尾 | 第50页 |
| 3.1.8 中间片段克隆 | 第50页 |
| 3.1.9 3′-RACE的克隆 | 第50页 |
| 3.1.10 5′-RACE的克隆 | 第50-51页 |
| 3.1.11 PCR产物的分离、回收和纯化 | 第51-52页 |
| 3.1.12 产物连接 | 第52页 |
| 3.1.13 序列拼接验证 | 第52页 |
| 3.1.14 序列分析 | 第52-53页 |
| 3.2 实验结果 | 第53-60页 |
| 3.2.1 RNA样品质量 | 第53页 |
| 3.2.2 卵形鲳鲹LDH-A全序列 | 第53-56页 |
| 3.2.2.1 卵形鲳鲹LDH-A中间片段的克隆，3`RACE，5`RACE | 第53-54页 |
| 3.2.2.2 LDH-A序列拼接验证 | 第54-55页 |
| 3.2.2.3 卵形鲳鲹LDH-A的进化分析 | 第55-56页 |
| 3.2.3 卵形鲳鲹MMP9全序列 | 第56-60页 |
| 3.2.3.1 卵形鲳鲹MMP9中间片段的克隆，3`RACE，5`RACE | 第56-57页 |
| 3.2.3.2 MMP9序列拼接验证 | 第57-59页 |
| 3.2.3.3 卵形鲳鲹MMP9的进化分析 | 第59-60页 |
| 3.3 讨论 | 第60-61页 |
| 第四章 低氧胁迫下卵形鲳鲹相关基因的表达变化 | 第61-70页 |
| 4.1 材料和方法 | 第61-65页 |
| 4.1.1 实验材料及低氧胁迫实验过程及取样 | 第61页 |
| 4.1.2 试剂盒及药品 | 第61页 |
| 4.1.3 方法 | 第61-65页 |
| 4.2 结果 | 第65-68页 |
| 4.2.1 引物熔解曲线和标准曲线的分析 | 第65页 |
| 4.2.2 低氧胁迫下卵形鲳鲹肝脏和鳃器官中的LDH-A表达变化 | 第65-66页 |
| 4.2.3 低氧胁迫下卵形鲳鲹肝脏和鳃器官中的MMP9表达变化 | 第66-68页 |
| 4.3 讨论 | 第68-70页 |
| 4.3.1 低氧胁迫下卵形鲳鲹LDH-A表达变化 | 第68页 |
| 4.3.2 低氧胁迫下卵形鲳鲹MMP9表达变化 | 第68-70页 |
| 结论 | 第70-71页 |
| 参考文献 | 第71-78页 |
| 附录 | 第78-79页 |
| 致谢 | 第79页 |
