| 摘要 | 第5-10页 |
| ABSTRACT | 第10-12页 |
| 1. 绪论 | 第17-45页 |
| 1.1 性发育和下丘脑-垂体-性腺轴 | 第17-22页 |
| 1.1.1 性发育 | 第17页 |
| 1.1.2 下丘脑-垂体-性腺轴 | 第17-22页 |
| 1.2 调控性发育启动的中枢信号 | 第22-24页 |
| 1.2.1 兴奋性信号 | 第22-23页 |
| 1.2.2 抑制性信号 | 第23-24页 |
| 1.3 调控性发育启动的周围信号 | 第24-28页 |
| 1.3.1 性腺调节信号 | 第24-25页 |
| 1.3.2 代谢信号 | 第25-28页 |
| 1.4 Kiss1/Gpr54系统 | 第28-30页 |
| 1.4.1 历史背景 | 第28页 |
| 1.4.2 Kiss1, Kisspeptin和Gpr54 | 第28-30页 |
| 1.4.3 Kiss1/Gpr54系统的表达 | 第30页 |
| 1.4.4 Kisspeptin的作用机制 | 第30页 |
| 1.4.5 Kiss1神经元对性发育启动的调控 | 第30页 |
| 1.5 调控性发育启动的新机制：miRNA | 第30-32页 |
| 1.5.1 miRNAs | 第31页 |
| 1.5.2 Lin28/Let-7 系统对性发育启动的调控 | 第31-32页 |
| 1.6 性发育启动总述 | 第32-35页 |
| 1.6.1 性发育的神经内分泌调控 | 第32-33页 |
| 1.6.2 性发育转录水平的调控 | 第33-35页 |
| 1.7 本研究立题背景和拟解决的科学问题 | 第35-37页 |
| 1.7.1 小鼠作为复杂性状研究模型的优势 | 第35页 |
| 1.7.2 本实验室的前期工作 | 第35页 |
| 1.7.3 本研究拟解决的科学问题 | 第35-37页 |
| 参考文献 | 第37-45页 |
| 2. 材料与方法 | 第45-57页 |
| 2.1 实验材料 | 第45-49页 |
| 2.1.1 生物材料 | 第45页 |
| 2.1.2 实验仪器与材料 | 第45-48页 |
| 2.1.3 常用试剂的配制 | 第48-49页 |
| 2.2 实验方法 | 第49-55页 |
| 2.2.1 小鼠的饲养及表型鉴定 | 第49页 |
| 2.2.2 小鼠全基因组DNA抽提 | 第49-50页 |
| 2.2.3 RNA的抽提和定量 | 第50页 |
| 2.2.4 基因表达量的检测 | 第50-51页 |
| 2.2.5 Western blot | 第51-55页 |
| 参考文献 | 第55-57页 |
| 3. X染色体性发育相关QTL的精细定位和候选基因的确定 | 第57-71页 |
| 3.1 引言 | 第57-60页 |
| 3.1.1 近交系小鼠QTL定位的方法 | 第57页 |
| 3.1.2 小鼠QTL定位面临的挑战 | 第57-58页 |
| 3.1.3 小鼠性发育相关QTL的定位 | 第58页 |
| 3.1.4 本实验室性发育相关QTL的定位 | 第58-59页 |
| 3.1.5 本章研究思路 | 第59-60页 |
| 3.2 材料和方法 | 第60-64页 |
| 3.2.1 N11小鼠模型的构建 | 第60页 |
| 3.2.2 PCR-LDR分型 | 第60-63页 |
| 3.2.3 N11小鼠阴门开启的鉴定 | 第63页 |
| 3.2.4 组织取样 | 第63页 |
| 3.2.5 小鼠RNA的抽提、定量 | 第63页 |
| 3.2.6 QTL中蛋白编码基因DNA序列差异查询 | 第63-64页 |
| 3.2.7 QTL中蛋白编码基因的定量 | 第64页 |
| 3.3 结果 | 第64-67页 |
| 3.3.1 N11小鼠的分型 | 第64-65页 |
| 3.3.2 N11小鼠的性发育启动 | 第65-66页 |
| 3.3.3 QTL中候选基因的筛选 | 第66-67页 |
| 3.4 小结与讨论 | 第67-69页 |
| 参考文献 | 第69-71页 |
| 4. miRNA检测方案的建立和miR-505的时空表达 | 第71-87页 |
| 4.1 引言 | 第71-73页 |
| 4.1.1 miRNAs的检测 | 第71-72页 |
| 4.1.2 微小RNA的时空表达特异性 | 第72-73页 |
| 4.1.3 本章研究思路 | 第73页 |
| 4.2 材料和方法 | 第73-76页 |
| 4.2.1 组织取样 | 第73-74页 |
| 4.2.2 小鼠组织RNA的抽提和定量 | 第74页 |
| 4.2.3 miRNAs茎环引物的设计和优化 | 第74-76页 |
| 4.2.4 茎环引物的逆转录反应 | 第76页 |
| 4.2.5 miRNAs的qRT-PCR | 第76页 |
| 4.2.6 miRNAs的表达量分析方法 | 第76页 |
| 4.3 结果 | 第76-83页 |
| 4.3.1 miRNAs检测方法的优化 | 第76-79页 |
| 4.3.2 miR-505在B6、C3品系中的表达 | 第79-81页 |
| 4.3.3 miR-505在B6、C3品系中的时空表达 | 第81-83页 |
| 4.4 小结与讨论 | 第83-85页 |
| 参考文献 | 第85-87页 |
| 5. 过表达miR5053p GT1-7 稳转细胞株的构建及功能研究 | 第87-103页 |
| 5.1 引言 | 第87-88页 |
| 5.1.1 GT1-7 细胞 | 第87页 |
| 5.1.2 GT1-7 细胞在生殖发育相关研究中的应用 | 第87页 |
| 5.1.3 本章研究思路 | 第87-88页 |
| 5.2 材料和方法 | 第88-92页 |
| 5.2.1 过表达miR5053p慢病毒的构建 | 第88页 |
| 5.2.2 过表达miR5053p的GT1-7 稳转细胞株的构建 | 第88-89页 |
| 5.2.3 细胞样本总RNA的抽提和定量 | 第89页 |
| 5.2.4 性发育相关基因表达量的检测 | 第89页 |
| 5.2.5 表达谱芯片的检测及数据分析 | 第89-90页 |
| 5.2.6 miR5053p靶基因的预测和验证 | 第90-91页 |
| 5.2.7 miR5053p靶基因Srsf1的功能验证 | 第91-92页 |
| 5.3 结果 | 第92-98页 |
| 5.3.1 过表达miR5053p的稳转GT1-7 细胞株 | 第92-93页 |
| 5.3.2 稳定表达miR5053p的GT1-7 细胞株中性发育相关基因的表达 | 第93-94页 |
| 5.3.3 稳定表达miR5053p的GT1-7 细胞株表达谱的研究 | 第94-96页 |
| 5.3.4 miR5053p靶基因的预测和验证 | 第96-97页 |
| 5.3.5 miR5053p靶基因Srsf1的功能验证 | 第97-98页 |
| 5.4 小结与讨论 | 第98-101页 |
| 参考文献 | 第101-103页 |
| 6. miR5053p敲除的小鼠模型研究 | 第103-121页 |
| 6.1 引言 | 第103-107页 |
| 6.1.1 基因敲除小鼠 | 第103页 |
| 6.1.2 基因编辑技术 | 第103-104页 |
| 6.1.3 CRISPR/Cas9系统 | 第104-105页 |
| 6.1.4 CRISPR/Cas9系统的优势与不足 | 第105-106页 |
| 6.1.5 CRISPR/Cas9基因敲除小鼠和分型技术 | 第106页 |
| 6.1.6 本章研究思路 | 第106-107页 |
| 6.2 材料和方法 | 第107-110页 |
| 6.2.1 miR5053p CRISPR /Cas9敲除小鼠模型的构建 | 第107页 |
| 6.2.2 miR-505-3p CRISPR/Cas9敲除小鼠的分型 | 第107-108页 |
| 6.2.3 miR5053p CRISPR /Cas9敲除小鼠off-target的验证 | 第108-109页 |
| 6.2.4 miR5053p CRISPR/Cas9敲除小鼠性发育表型的检测 | 第109-110页 |
| 6.3 结果 | 第110-118页 |
| 6.3.1 miR5053p基因敲除小鼠分型方法的建立 | 第110-112页 |
| 6.3.2 miR5053p敲除小鼠中miR5053p的表达 | 第112-113页 |
| 6.3.3 miR5053p敲除小鼠off-target的验证 | 第113页 |
| 6.3.4 miR5053p敲除小鼠性发育相关表型验证 | 第113-117页 |
| 6.3.5 miR5053p敲除小鼠性发育相关基因表达量检测 | 第117页 |
| 6.3.6 miR5053p敲除小鼠下丘脑中miR5053p靶基因Srsf1的表达量 | 第117-118页 |
| 6.4 小结与讨论 | 第118-119页 |
| 参考文献 | 第119-121页 |
| 7. 性发育相关miRNAs的发掘 | 第121-135页 |
| 7.1 引言 | 第121页 |
| 7.2 材料和方法 | 第121-123页 |
| 7.2.1 组织的收集和RNA提取 | 第121页 |
| 7.2.2 miRNAs芯片检测 | 第121-122页 |
| 7.2.3 miRNAs芯片数据分析 | 第122页 |
| 7.2.4 差异miRNAs基因的实时荧光PCR检测 | 第122-123页 |
| 7.3 结果 | 第123-129页 |
| 7.3.1 RNA抽提质检和样本分组 | 第123-124页 |
| 7.3.2 miRNAs芯片的质控 | 第124-126页 |
| 7.3.3 差异表达miRNAs的筛选及验证 | 第126-127页 |
| 7.3.4 靶基因预测及功能分析 | 第127-129页 |
| 7.4 小结与讨论 | 第129-132页 |
| 参考文献 | 第132-135页 |
| 8. 结论与展望 | 第135-138页 |
| 8.1 结论 | 第135-136页 |
| 8.2 展望 | 第136-138页 |
| 附录 | 第138-144页 |
| 博士期间发表的论文 | 第144-145页 |
| 致谢 | 第145-146页 |
| 东华大学仝莉博士学位论文答辩委员会成员名单 | 第146页 |
