中文摘要 | 第4-7页 |
abstract | 第7-9页 |
第一章 绪论 | 第15-42页 |
1.1 引言 | 第15-16页 |
1.2 周围神经修复材料 | 第16-21页 |
1.2.1 周围神经损伤修复方法 | 第16-18页 |
1.2.2 周围神经损伤修复材料 | 第18-21页 |
1.2.2.1 天然生物材料 | 第18-19页 |
1.2.2.2 非降解合成材料 | 第19页 |
1.2.2.3 可降解合成材料 | 第19-21页 |
1.3 周围神经再生微环境 | 第21-25页 |
1.3.1 周围神经再生机制 | 第22页 |
1.3.2 影响微环境的因素 | 第22-25页 |
1.3.2.1 钙 | 第23页 |
1.3.2.2 退化信号 | 第23页 |
1.3.2.3 神经生长因子 | 第23-24页 |
1.3.2.4 细胞外基质 | 第24-25页 |
1.3.3 周围神经再生微环境研究对策 | 第25页 |
1.4 神经修复术后瘢痕产生 | 第25-28页 |
1.4.1 瘢痕产生 | 第25-26页 |
1.4.2 神经瘢痕对神经再生的影响 | 第26-27页 |
1.4.3 抑制瘢痕方法 | 第27-28页 |
1.5 纳米PGMA载PXS64载药系统制备和性能研究 | 第28-32页 |
1.5.1 纳米药物载体制备方法 | 第28-29页 |
1.5.2 常用纳米载药载体材料 | 第29-31页 |
1.5.3 新型瘢痕抑制纳米载药系统 | 第31-32页 |
1.6 中枢神经修复材料 | 第32-39页 |
1.6.1 中枢神经系统损伤和再生机制 | 第32-33页 |
1.6.2 中枢神经修复材料选择 | 第33-38页 |
1.6.2.1 脊髓损伤修复材料 | 第35-37页 |
1.6.2.2 脑部损伤修复材料 | 第37-38页 |
1.6.3 中枢神经修复材料领域展望 | 第38-39页 |
1.7 研究目的和主要内容 | 第39-42页 |
第二章 周围神经修复材料动物试验研究 | 第42-57页 |
2.1 引言 | 第42-43页 |
2.2 实验与材料 | 第43-44页 |
2.2.1 主要试剂与材料 | 第43页 |
2.2.2 仪器 | 第43-44页 |
2.2.3 实验动物与分组 | 第44页 |
2.3 实验方法 | 第44-47页 |
2.3.1 材料制备和无菌处理 | 第44-45页 |
2.3.2 手术处理 | 第45页 |
2.3.3 大体观察 | 第45页 |
2.3.4 脚印步态观察 | 第45-46页 |
2.3.5 组织学观察 | 第46-47页 |
2.3.5.1 HE染色 | 第46页 |
2.3.5.2 半薄切片亚甲基蓝染色 | 第46页 |
2.3.5.3 超薄切片制备以及透射电子显微镜观察 | 第46-47页 |
2.3.6 图像处理 | 第47页 |
2.3.7 统计学方法 | 第47页 |
2.4 实验结果 | 第47-53页 |
2.4.1 术后动物大体观察 | 第47-48页 |
2.4.2 SFI神经功能恢复评价 | 第48-49页 |
2.4.3 HE切片观察 | 第49-51页 |
2.4.4 半薄切片光镜观察 | 第51-52页 |
2.4.5 超薄切片透射电子显微镜观察 | 第52-53页 |
2.5 讨论 | 第53-55页 |
2.5.1 大体动物观察和SFI评价 | 第54页 |
2.5.2 腓肠肌恢复情况 | 第54-55页 |
2.5.3 组织学评价 | 第55页 |
2.6 本章小结 | 第55-57页 |
第三章 导管刺激神经再生微环境研究 | 第57-71页 |
3.1 引言 | 第57-58页 |
3.2 实验材料与仪器 | 第58-59页 |
3.2.1 主要试剂与材料 | 第58-59页 |
3.2.2 仪器 | 第59页 |
3.3 实验方法 | 第59-62页 |
3.3.1 再生神经组织切片免疫组织化学染色 | 第59-60页 |
3.3.2 再生神经相关因子的RT-PCR检测 | 第60-62页 |
3.3.2.1 RNA提取 | 第60页 |
3.3.2.2 总RNA逆转录成cDNA | 第60页 |
3.3.2.3 Real-time PCR实验引物设计与反应条件 | 第60-61页 |
3.3.2.4 Real-time PCR相对定量实验 | 第61-62页 |
3.4 实验结果 | 第62-66页 |
3.4.1 再生神经免疫组化染色 | 第62-64页 |
3.4.2 RT-PCR检测相关因子和蛋白表达情况 | 第64-66页 |
3.4.2.1 CNTF的表达情况 | 第64-65页 |
3.4.2.2 GAP-43 和Tubulin的表达情况 | 第65-66页 |
3.5 讨论 | 第66-69页 |
3.6 本章小结 | 第69-71页 |
第四章 聚合物载药纳米球PGMA/PXS64/PEI的制备和表征 | 第71-82页 |
4.1 引言 | 第71-73页 |
4.2 实验材料与仪器 | 第73页 |
4.2.1 主要试剂与材料 | 第73页 |
4.2.2 仪器 | 第73页 |
4.3 实验方法 | 第73-76页 |
4.3.1 PGMA/PXS64/PEI纳米粒子的制备 | 第73-75页 |
4.3.2 PGMA/PEI/RhB的制备 | 第75页 |
4.3.3 PGMA/PXS64/PEI纳米粒子的表征 | 第75-76页 |
4.3.3.1 聚合物纳米球大小以及电荷检测 | 第75页 |
4.3.3.2 高效液相色谱法HPLC检测载药量 | 第75-76页 |
4.3.3.3 纳米载药体系的形貌检测 | 第76页 |
4.4 实验结果 | 第76-79页 |
4.4.1 聚合物载药纳米球直径大小以及带电荷情况 | 第76-77页 |
4.4.2 HPLC检测纳米载药体系的载药率 | 第77-79页 |
4.4.2.1 PXS64的标准曲线 | 第77-78页 |
4.4.2.2 聚合物载药纳米粒子载药率检测 | 第78-79页 |
4.4.3 TEM检测载药纳米球形貌 | 第79页 |
4.5 讨论 | 第79-81页 |
4.6 本章小结 | 第81-82页 |
第五章 聚合物载药纳米球PGMA/PXS64/PEI的体外生物学评价 | 第82-94页 |
5.1 引言 | 第82-83页 |
5.2 实验材料与仪器 | 第83页 |
5.2.1 主要试剂与材料 | 第83页 |
5.2.2 仪器 | 第83页 |
5.3 实验方法 | 第83-85页 |
5.3.1 MTS细胞毒性试验 | 第83-84页 |
5.3.2 Scar-in-a-Jar实验 | 第84页 |
5.3.3 荧光显微镜观察细胞I型胶原蛋白的表达情况 | 第84-85页 |
5.3.4 共聚焦显微镜观察 | 第85页 |
5.4 结果 | 第85-89页 |
5.4.1 细胞毒性MTS试验 | 第85-86页 |
5.4.2 Scar-in-a-Jar实验评价纳米载药的抑制瘢痕作用 | 第86-89页 |
5.4.3 载药纳米材料体系PGMA/PEI荧光示踪 | 第89页 |
5.5 讨论 | 第89-91页 |
5.6 本章小结 | 第91-94页 |
第六章 中枢神经修复IKVAV接枝水凝胶材料的初步研究 | 第94-106页 |
6.1 引言 | 第94-95页 |
6.2 实验材料与仪器 | 第95-96页 |
6.2.1 主要试剂与材料 | 第95-96页 |
6.2.2 仪器 | 第96页 |
6.3 实验方法 | 第96-100页 |
6.3.1 水凝胶制备 | 第96-97页 |
6.3.1.1 PLEOF水凝胶的制备 | 第96-97页 |
6.3.1.2 接枝IKVAV的PLEOF水凝胶制备 | 第97页 |
6.3.2 IKVAV多肽以及水凝胶细胞毒性测定 | 第97-98页 |
6.3.3 细胞周期分布和凋亡流式细胞术测定 | 第98页 |
6.3.4 细胞PCNA表达测定 | 第98-100页 |
6.4 实验结果 | 第100-104页 |
6.4.1 IKVAV多肽细胞毒性评价 | 第100-101页 |
6.4.2 水凝胶材料体外细胞毒性评价 | 第101-102页 |
6.4.3 IKVAV多肽对BMMSC细胞周期的影响 | 第102-103页 |
6.4.4 IKVAV多肽对BMMSC细胞PCNA表达的影响 | 第103-104页 |
6.5 讨论 | 第104-105页 |
6.6 本章小结 | 第105-106页 |
第七章 结论和展望 | 第106-110页 |
7.1 全文结论 | 第106-108页 |
7.2 创新与特色 | 第108-109页 |
7.3 展望 | 第109-110页 |
参考文献 | 第110-129页 |
附录-缩写词表 | 第129-132页 |
攻读博士学位期间发表的论文 | 第132-133页 |
致谢 | 第133页 |