| 中文摘要 | 第4-10页 |
| ABSTRACT | 第10-15页 |
| 目录 | 第16-19页 |
| 缩略词简表 | 第19-22页 |
| 第一部分 大鼠MTLE模型制作及原代AS和神经元的培养 | 第22-37页 |
| 1.1 前言 | 第22-23页 |
| 1.2 材料与方法 | 第23-29页 |
| 1.2.1 主要试剂 | 第23-24页 |
| 1.2.2 部分试剂的配置 | 第24页 |
| 1.2.3 主要仪器 | 第24-25页 |
| 1.2.4 实验动物模型制备、分组及纳入 | 第25-26页 |
| 1.2.5 EEG监测 | 第26页 |
| 1.2.6 尼氏染色 | 第26-27页 |
| 1.2.7 Timm染色 | 第27-28页 |
| 1.2.8 AS的培养与鉴定 | 第28页 |
| 1.2.9 海马神经元的培养及鉴定 | 第28页 |
| 1.2.10 统计学处理 | 第28-29页 |
| 1.3 结果 | 第29-35页 |
| 1.3.1 行为学观察 | 第29页 |
| 1.3.2 EEG监测慢性期模型组实验鼠海马异常放电 | 第29-30页 |
| 1.3.3 尼氏染色观察海马区神经元丢失 | 第30-31页 |
| 1.3.4 Timm染色观察神经元苔藓样出芽 | 第31-32页 |
| 1.3.5 AS鉴定 | 第32-33页 |
| 1.3.6 海马神经元鉴定 | 第33-35页 |
| 1.4 讨论 | 第35-36页 |
| 1.4.1 MTLE模型的制备 | 第35-36页 |
| 1.4.2 原代细胞的培养 | 第36页 |
| 1.5 结论 | 第36-37页 |
| 第二部分 MRP8通过TLR4/NF-κB信号途径刺激IL-1β分泌 | 第37-61页 |
| 2.1 前言 | 第37-38页 |
| 2.2 材料与方法 | 第38-47页 |
| 2.2.1 主要试剂 | 第38-39页 |
| 2.2.2 部分试剂的配置 | 第39-41页 |
| 2.2.3 主要仪器 | 第41-42页 |
| 2.2.4 MTLE患者及正常对照组标本的纳入及获得 | 第42页 |
| 2.2.5 细胞分组及预处理 | 第42-43页 |
| 2.2.6 qPCR检测MRP8基因在MTLE患者及模型鼠海马内的表达 | 第43-44页 |
| 2.2.7 EMSA检测NF-κB在MTLE患者、MTLE模型鼠海马组织内以及AS内的表达 | 第44-45页 |
| 2.2.8 WB检测TLR4、IL-1β蛋白在MTLE患者、MTLE模型鼠海马组织以及AS内的表达 | 第45-46页 |
| 2.2.9 ELISA检测MTLE模型鼠海马组织及AS内IL-1β的表达 | 第46页 |
| 2.2.10 IHC检测MRP8、TLR4和NF-κB p65蛋白在海马中的分布与表达 | 第46-47页 |
| 2.2.11 荧光免疫双标观察TLR4及NF-κB p65在各组AS内的分布变化 | 第47页 |
| 2.2.12 统计学处理 | 第47页 |
| 2.3 结果 | 第47-56页 |
| 2.3.1 人海马组织内MRP8、TLR4、NF-κB以及IL-1β的表达变化 | 第47页 |
| 2.3.2 MTLE模型鼠海马内MRP8表达变化 | 第47-48页 |
| 2.3.3 大鼠海马内TLR4的表达变化 | 第48-50页 |
| 2.3.4 大鼠海马内NF-κB的表达变化 | 第50页 |
| 2.3.5 大鼠海马内IL-1β的表达变化 | 第50-54页 |
| 2.3.6 MRP8可导致AS内TLR4、NF-κB以及IL-1β表达增加 | 第54页 |
| 2.3.7 干扰TLR4可阻断MRP8所致的NF-κB及IL-1β表达增加 | 第54页 |
| 2.3.8 PDTC预处理可阻断MRP8所致的IL-1β表达增加 | 第54-56页 |
| 2.3.9 TLR4及NF-kB p65在AS内分布变化 | 第56页 |
| 2.4 讨论 | 第56-60页 |
| 2.5 结论 | 第60-61页 |
| 第三部分 IL-1β通过PI3K/Akt/mTOR途径促进神经元活化 | 第61-75页 |
| 3.1 前言 | 第61-62页 |
| 3.2 材料与方法 | 第62-64页 |
| 3.2.1 主要试剂 | 第62页 |
| 3.2.2 部分试剂的配置 | 第62页 |
| 3.2.3 主要仪器 | 第62页 |
| 3.2.4 神经元的分组及干预 | 第62-63页 |
| 3.2.5 WB检测MTLE患者、MTLE模型鼠海马组织内以及神经元内PI3K-p85、p-Akt、p-p70S6k、MAP2的表达变化 | 第63页 |
| 3.2.6 co-IP检测MTLE患者及模型鼠海马组织以及神经元内与IL-1RI结合的PI3K-p85表达的变化 | 第63-64页 |
| 3.2.7 FM4-64染色观察神经元突触胞吞情况 | 第64页 |
| 3.2.8 统计学处理 | 第64页 |
| 3.3 结果 | 第64-72页 |
| 3.3.1 MTLE患者及MTLE模型鼠海马内PI3K-p85、与IL-1RI结合的PI3K-p85、p-Akt以及p-p70S6k的表达变化 | 第64-65页 |
| 3.3.2 IL-1β、PI3K-p85抑制以及Rapamycin对神经元内PI3K-p85、p-Akt以及p-p70S6k表达的影响 | 第65页 |
| 3.3.3 IL-1β、PI3K-p85抑制以及Rapamycin对神经元形态的影响 | 第65页 |
| 3.3.4 IL-1β、PI3K-p85抑制以及Rapamycin对神经元胞吞的影响 | 第65页 |
| 3.3.5 PP2抑制IL-1β所致的p-Akt、p-P70S6K及MAP2的表达 | 第65-72页 |
| 3.4 讨论 | 第72-74页 |
| 3.5 结论 | 第74-75页 |
| 参考文献 | 第75-87页 |
| 综述 | 第87-103页 |
| 参考文献 | 第94-103页 |
| 发表的论文及获奖成果 | 第103-104页 |
| 致谢 | 第104页 |
