| 摘要 | 第7-10页 |
| Abstract | 第10-12页 |
| 第一章 研究背景综述 | 第13-41页 |
| 1.1 miRNA的研究进展 | 第13-19页 |
| 1.1.1 miRNAs的定义和发现历程 | 第13-14页 |
| 1.1.2 miRNAs的生物合成研究 | 第14-15页 |
| 1.1.3 miRNAs的作用机制 | 第15-17页 |
| 1.1.4 miRNAs的生物学功能和意义 | 第17-19页 |
| 1.2 循环miRNA的研究进展 | 第19-26页 |
| 1.2.1 循环miRNAs的发现历程 | 第19-21页 |
| 1.2.2 循环miRNAs的稳定性 | 第21-23页 |
| 1.2.3 循环miRNAs的来源 | 第23-25页 |
| 1.2.4 循环miRNAs与疾病的关系研究 | 第25-26页 |
| 1.3 Microvesicle与分泌miRNA | 第26-30页 |
| 1.3.1 Microvesicle的定义 | 第26页 |
| 1.3.2 Microvesicle的产生和分类 | 第26-27页 |
| 1.3.3 Microvesicle作用方式 | 第27-30页 |
| 1.3.4 Microvesicle与分泌miRNA | 第30页 |
| 1.4 miRNAs与肿瘤的关系 | 第30-35页 |
| 1.4.1 miRNAs异常表达与肿瘤发生 | 第30-32页 |
| 1.4.2 miRNAs与肿瘤细胞增殖 | 第32-33页 |
| 1.4.3 miRNAs与肿瘤细胞凋亡 | 第33-34页 |
| 1.4.4 miRNAs与肿瘤细胞转移 | 第34页 |
| 1.4.5 miRNAs与肿瘤治疗 | 第34-35页 |
| 参考文献 | 第35-41页 |
| 第二章 血小板释放的miR-223促进内皮细胞凋亡的机制研究 | 第41-75页 |
| 2.1 前言 | 第41-44页 |
| 2.2 实验材料 | 第44-45页 |
| 2.2.1 实验动物和血清样本 | 第44页 |
| 2.2.2 实验细胞 | 第44页 |
| 2.2.3 实验试剂和抗体 | 第44-45页 |
| 2.2.4 实验仪器 | 第45页 |
| 2.3 实验方法 | 第45-50页 |
| 2.3.1 血细胞的分离与计数 | 第45-46页 |
| 2.3.2 血小板刺激实验 | 第46页 |
| 2.3.3 RNA提取 | 第46-47页 |
| 2.3.4 实时荧光定量PCR | 第47页 |
| 2.3.5 流式细胞仪检测血小板MV | 第47页 |
| 2.3.6 血小板MV的收集 | 第47-48页 |
| 2.3.7 HUVEC细胞的培养 | 第48页 |
| 2.3.8 激光共聚焦荧光显微镜法研究血小板MV与内皮细胞之间的相互作用 | 第48页 |
| 2.3.9 HUVEC细胞的转染 | 第48页 |
| 2.3.10 蛋白免疫印迹检测HUVEC细胞中IGF-1R蛋白的表达 | 第48-49页 |
| 2.3.11 流式细胞仪测凋亡 | 第49-50页 |
| 2.3.12 数据分析 | 第50页 |
| 2.4 实验结果与分析 | 第50-64页 |
| 2.4.1 血小板富含miRNAs | 第50-53页 |
| 2.4.2 血小板中的miRNAs在炎症因子TPO的刺激下发生上调 | 第53-54页 |
| 2.4.3 血小板中富含miRNA前体并在刺激下可被加工为成熟体 | 第54-56页 |
| 2.4.4 血小板在炎症环境中会释放大量富含miR-223的P-MVs | 第56-58页 |
| 2.4.5 血小板分泌的MV能够携带miR-223进入受体细胞HUVEC中 | 第58-60页 |
| 2.4.6 在HUVEC细胞中,IGF-1R是miR-223的潜在靶点 | 第60-61页 |
| 2.4.7 P-MVs输入的外源性miR-223可以促进AGEs诱导的HUVEC细胞凋亡 | 第61-64页 |
| 2.5 小结与讨论 | 第64-71页 |
| 参考文献 | 第71-75页 |
| 第三章 血清中HCMV编码的miR-US4-1用于干扰素α治疗乙肝病人的疗效预测 | 第75-93页 |
| 3.1 前言 | 第75-78页 |
| 3.2 实验材料 | 第78-79页 |
| 3.2.1 血清样本 | 第78页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第78-79页 |
| 3.2.3 实验仪器 | 第79页 |
| 3.3 实验方法 | 第79-82页 |
| 3.3.1 样本的收集 | 第79页 |
| 3.3.2 病人的生化指标的采集及样本的分组 | 第79-80页 |
| 3.3.3 血清RNA的抽提 | 第80页 |
| 3.3.4 样品初筛和复筛 | 第80-81页 |
| 3.3.5 数据分析 | 第81-82页 |
| 3.3.6 双盲实验 | 第82页 |
| 3.4 实验结果与分析 | 第82-89页 |
| 3.4.1 进行初筛和复筛病人的血液生化指标信息 | 第82-83页 |
| 3.4.2 实验流程设计 | 第83页 |
| 3.4.3 样本初筛选出有显著差异的5种miRNAs | 第83-85页 |
| 3.4.4 样本复筛选出有显著差异的2种miRNAs | 第85-87页 |
| 3.4.5 2 种变化的miRNAs的ROC曲线与散点图 | 第87-88页 |
| 3.4.6 血清hcmv-miR-US4作为生物标志物预测干扰素疗效的结果 | 第88-89页 |
| 3.5 小结与讨论 | 第89-91页 |
| 参考文献 | 第91-93页 |
| 第四章 miR-200b/200c通过靶向RECK促进大肠癌细胞增殖的机制研究 | 第93-126页 |
| 4.1 前言 | 第93-94页 |
| 4.2 实验材料 | 第94-97页 |
| 4.2.1 组织样本 | 第94-95页 |
| 4.2.2 实验细胞 | 第95页 |
| 4.2.3 实验试剂和抗体 | 第95-96页 |
| 4.2.4 实验仪器 | 第96-97页 |
| 4.2.5 实验动物 | 第97页 |
| 4.3 实验方法 | 第97-102页 |
| 4.3.1 细胞培养 | 第97页 |
| 4.3.2 细胞转染 | 第97页 |
| 4.3.3 RNA提取 | 第97-98页 |
| 4.3.4 实时荧光定量PCR | 第98页 |
| 4.3.5 蛋白免疫印迹 | 第98-99页 |
| 4.3.6 荧光素酶报告基因检测系统 | 第99-100页 |
| 4.3.7 MTT检测细胞增殖实验 | 第100页 |
| 4.3.8 EdU检测细胞增殖实验 | 第100-101页 |
| 4.3.9 小鼠皮下植瘤实验 | 第101页 |
| 4.3.10 组织切片制备 | 第101-102页 |
| 4.3.11 H&E染色 | 第102页 |
| 4.3.12 免疫组化 | 第102页 |
| 4.3.13 数据统计 | 第102页 |
| 4.4 实验结果 | 第102-122页 |
| 4.4.1 miR-200b/200c在大肠癌组织样本中表达升高 | 第102-103页 |
| 4.4.2 生物信息学预测RECK为miR-200b/200c的靶基因 | 第103-104页 |
| 4.4.3 RECK mRNA及蛋白在大肠癌组织中的变化 | 第104-106页 |
| 4.4.4 在结肠癌细胞系中RECK是miR-200b/c的直接靶基因 | 第106-110页 |
| 4.4.5 miR-200b/c通过RECK调节下游的SKP2和p27~(Kip1)信号通路 | 第110-112页 |
| 4.4.6 miR-200b/c通过影响RECK信号通路调控Caco-2,HT29和SW480细胞的增殖 | 第112-119页 |
| 4.4.7 体内实验证明miR-200b/c可以通过调节RECK蛋白的表达促进结肠癌细胞增殖 | 第119-122页 |
| 4.5 小结与讨论 | 第122-124页 |
| 参考文献 | 第124-126页 |
| 第五章 miR-221通过靶向E-cadherin促进乳腺癌细胞迁移的机制研究 | 第126-160页 |
| 5.1 前言 | 第126-129页 |
| 5.2 实验材料 | 第129-131页 |
| 5.2.1 组织样本 | 第129页 |
| 5.2.2 实验细胞 | 第129页 |
| 5.2.3 实验试剂和抗体 | 第129-130页 |
| 5.2.4 实验仪器 | 第130-131页 |
| 5.2.5 实验动物 | 第131页 |
| 5.3 实验方法 | 第131-137页 |
| 5.3.1 细胞培养 | 第131页 |
| 5.3.2 细胞转染 | 第131-132页 |
| 5.3.3 免疫荧光标记与激光共聚焦观察 | 第132页 |
| 5.3.4 RNA提取 | 第132页 |
| 5.3.5 实时荧光定量PCR | 第132-133页 |
| 5.3.6 蛋白免疫印迹 | 第133页 |
| 5.3.7 荧光素酶报告基因检测系统 | 第133-134页 |
| 5.3.8 细胞迁移实验 | 第134页 |
| 5.3.9 Transwell细胞侵袭实验 | 第134页 |
| 5.3.10 重组慢病毒构建与包装 | 第134-135页 |
| 5.3.11 稳转细胞株的建立与筛选 | 第135-136页 |
| 5.3.12 小鼠尾静脉植瘤实验 | 第136页 |
| 5.3.13 组织切片与HE染色 | 第136页 |
| 5.3.14 免疫组化 | 第136页 |
| 5.3.15 数据统计 | 第136-137页 |
| 5.4 实验结果 | 第137-155页 |
| 5.4.1 E-cad蛋白在乳腺癌组织及恶性乳腺癌细胞系MDA-MB-231中表达降低 | 第137-140页 |
| 5.4.2 E-cad蛋白在乳腺癌组织及恶性乳腺癌细胞系MDA-MB-231中低表达是受到miR-221在转录后水平调控的结果 | 第140-145页 |
| 5.4.3 转移性乳腺癌细胞MDA-MB-231中miR-221的上调是由转录因子Slug引起的 | 第145-148页 |
| 5.4.4 miR-221通过调控E-cad蛋白影响乳腺癌细胞迁移和侵袭能力 | 第148-150页 |
| 5.4.5 miR-221可以通过调节E-cad蛋白的表达从而调控乳腺癌细胞在小鼠体内的迁移能力和成瘤性 | 第150-155页 |
| 5.5 小结与讨论 | 第155-157页 |
| 参考文献 | 第157-160页 |
| 攻读博士学位期间发表的学术论文 | 第160-162页 |
| 致谢 | 第162-164页 |
