| 致谢 | 第4-7页 |
| 符号及缩略语 | 第7-14页 |
| 摘要 | 第14-16页 |
| 第一部分 文献综述 | 第16-26页 |
| 1 猪树突状细胞的研究进展 | 第16-19页 |
| 1.1 猪树突状细胞来源 | 第16-17页 |
| 1.1.1 单核细胞来源DCs(MoDC) | 第16页 |
| 1.1.2 骨髓造血干细胞来源DCs(BMDC) | 第16页 |
| 1.1.3 血液中DCs | 第16-17页 |
| 1.1.4 粘膜DCs | 第17页 |
| 1.2 DCs模式识别受体对其配体的识别 | 第17-18页 |
| 1.2.1 cDCs对TLR配体的反应 | 第18页 |
| 1.2.2 pDCs对TLR配体的反应 | 第18页 |
| 1.3 猪DCs的抗病毒反应 | 第18-19页 |
| 1.4 猪DCs和淋巴细胞激活 | 第19页 |
| 1.4.1 DCs和T淋巴细胞的相互作用 | 第19页 |
| 1.4.2 DCs和B淋巴细胞的相互作用 | 第19页 |
| 1.5 猪MoDCs模型的优势 | 第19页 |
| 2 板蓝根多糖研究进展 | 第19-22页 |
| 2.1 免疫调节作用 | 第20页 |
| 2.2 抗菌抗病毒作用 | 第20-21页 |
| 2.2.1 抗菌作用 | 第20-21页 |
| 2.2.2 抗病毒作用 | 第21页 |
| 2.3 抗炎抗毒素作用 | 第21页 |
| 2.4 抗肿瘤作用 | 第21-22页 |
| 3 猪伪狂犬病研究进展 | 第22-24页 |
| 3.1 PRV病原学特点 | 第23页 |
| 3.2 疫苗研究进展及防治 | 第23-24页 |
| 4 研究目的及意义 | 第24-26页 |
| 第一章 猪外周血单核细胞来源树突状细胞的体外培养及鉴定 | 第26-35页 |
| 1 材料与方法 | 第26-30页 |
| 1.1 材料 | 第26-27页 |
| 1.1.1 主要试剂 | 第26-27页 |
| 1.1.2 主要仪器设备 | 第27页 |
| 1.1.3 实验动物 | 第27页 |
| 1.2 主要试剂配制 | 第27-28页 |
| 1.3 试验方法 | 第28-30页 |
| 1.3.1 猪外周MoDC体外诱导培养 | 第28-29页 |
| 1.3.2 LPS刺激MoDC成熟 | 第29页 |
| 1.3.3 MoDC形态学观察 | 第29页 |
| 1.3.4 流式细胞仪检测细胞表型 | 第29页 |
| 1.3.5 细胞吞噬功能试验 | 第29页 |
| 1.3.6 同种异体混合淋巴细胞反应 | 第29-30页 |
| 1.3.7 统计方法 | 第30页 |
| 2 结果 | 第30-33页 |
| 2.1 倒置显微镜观察猪外周MoDC细胞形态 | 第30页 |
| 2.2 扫描电镜观察猪外周MoDC细胞形态 | 第30-31页 |
| 2.3 流式细胞仪检测猪外周MoDC表面分子的表达 | 第31-32页 |
| 2.4 猪外周血MoDC吞噬功能 | 第32-33页 |
| 2.5 同种异体混合淋巴细胞反应 | 第33页 |
| 3 讨论 | 第33-35页 |
| 第二章 IRPS对猪外周血MoDC成熟和功能的作用研究 | 第35-45页 |
| 1 材料与方法 | 第35-39页 |
| 1.1 材料和仪器 | 第35-36页 |
| 1.2 试剂配制 | 第36-37页 |
| 1.3 试验方法 | 第37-39页 |
| 1.3.1 猪外周血MoDC体外诱导培养 | 第37页 |
| 1.3.2 试验分组及药物处理 | 第37-38页 |
| 1.3.3 MoDC形态学观察 | 第38-39页 |
| 1.3.4 表型检测 | 第39页 |
| 1.3.5 细胞吞噬功能试验 | 第39页 |
| 1.3.6 同种异体混合淋巴细胞反应 | 第39页 |
| 1.3.7 统计方法 | 第39页 |
| 2 结果 | 第39-43页 |
| 2.1 IRPS诱导猪外周血MoDC形态成熟 | 第39-40页 |
| 2.1.1 倒置显微镜观察 | 第40页 |
| 2.1.2 扫描电镜观察 | 第40页 |
| 2.2 IRPS促进猪外周血 MoDC表型成熟 | 第40-42页 |
| 2.3 IRPS增强猪外周血 MoDC刺激同种异体T细胞增殖能力 | 第42页 |
| 2.4 IRPS抑制猪外周血MoDC吞噬功能 | 第42-43页 |
| 3 讨论 | 第43-45页 |
| 第三章 高致病性伪狂犬病毒分离鉴定及致病性研究 | 第45-51页 |
| 1 材料与方法 | 第45-46页 |
| 1.1 试剂 | 第45页 |
| 1.2 实验动物 | 第45页 |
| 1.3 培养基、血清及细胞 | 第45页 |
| 1.4 样品采集及处理 | 第45-46页 |
| 1.5 病毒的分离与鉴定 | 第46页 |
| 1.6 病毒TCID50检测 | 第46页 |
| 1.7 引物设计及基因扩增 | 第46页 |
| 1.8 动物试验 | 第46页 |
| 1.9 病理学观察 | 第46页 |
| 2 结果 | 第46-49页 |
| 2.1 病毒分离 | 第46-47页 |
| 2.2 病毒TCID50检测 | 第47页 |
| 2.3 序列分析 | 第47页 |
| 2.4 动物感染试验 | 第47-49页 |
| 2.4.1 临床症状 | 第47-48页 |
| 2.4.2 剖检病变 | 第48页 |
| 2.4.3 病理组织学观察 | 第48-49页 |
| 3 讨论 | 第49-51页 |
| 第四章 PRV感染对猪外周血 MoDC成熟和功能的影响 | 第51-64页 |
| 1 材料与方法 | 第51-57页 |
| 1.1 毒株和细胞 | 第51页 |
| 1.2 试剂和仪器 | 第51-52页 |
| 1.3 试剂配制 | 第52-54页 |
| 1.3.1 标准品的配制 | 第52-53页 |
| 1.3.2 其他试剂配制 | 第53-54页 |
| 1.4 试验方法 | 第54-57页 |
| 1.4.1 猪外周血MoDC体外诱导培养 | 第54页 |
| 1.4.2 病毒培养及感染MoDC | 第54-55页 |
| 1.4.3 流式细胞仪检测细胞表型 | 第55页 |
| 1.4.4 同种异体混合淋巴细胞反应 | 第55页 |
| 1.4.5 抗体芯片检测细胞因子 | 第55-56页 |
| 1.4.6 数据分析 | 第56-57页 |
| 2 结果 | 第57-60页 |
| 2.1 PRV抑制猪外周血MoDC表型成熟 | 第57-58页 |
| 2.2 PRV抑制猪外周血MoDC刺激同种异体T细胞增殖能力 | 第58-59页 |
| 2.3 PRV对猪外周血MoDC分泌细胞因子的影响 | 第59-60页 |
| 3 讨论 | 第60-64页 |
| 3.1 PRV感染对MoDC表型和功能的影响 | 第60-61页 |
| 3.2 PRV感染对MoDC分泌细胞因子的影响 | 第61-64页 |
| 第五章 IRPS对PRV抑制对猪外周血MoDC成熟和功能的影响 | 第64-76页 |
| 1 材料与方法 | 第64-68页 |
| 1.1 毒株和细胞 | 第64页 |
| 1.2 试剂和仪器 | 第64-65页 |
| 1.3 试剂配制 | 第65-66页 |
| 1.4 试验方法 | 第66-68页 |
| 1.4.1 MoDC分离培养 | 第66-67页 |
| 1.4.2 LPS、IRPS体外刺激Mo DC成熟 | 第67页 |
| 1.4.3 PRV病毒感染Mo DC | 第67-68页 |
| 1.4.4 同种异体混合淋巴细胞反应 | 第68页 |
| 1.4.5 细胞凋亡检测 | 第68页 |
| 1.4.6 抗体芯片检测细胞因子 | 第68页 |
| 1.5 数据分析 | 第68页 |
| 2 结果 | 第68-74页 |
| 2.1 IRPS对PRV抑制猪MoDC表型的调节 | 第68-69页 |
| 2.2 IRPS对PRV抑制猪MoDC刺激T细胞增殖能力的调节 | 第69-70页 |
| 2.3 IRPS对PRV影响猪MoDC分泌细胞因子的调节 | 第70-72页 |
| 2.4 IRPS对PRV诱导DC细胞凋亡的调节 | 第72-74页 |
| 3 讨论 | 第74-76页 |
| 全文结论 | 第76-77页 |
| 参考文献 | 第77-88页 |
| ABSTRACT | 第88-90页 |
