| 致谢 | 第4-5页 |
| 中文摘要 | 第5-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 缩略词 | 第8-13页 |
| 绪论 | 第13-16页 |
| 第一章 POP病理机制的探究及理想动物模型的确立 | 第16-46页 |
| 引言 | 第16-17页 |
| 1 临床盆腔器官脱垂病人阴道组织的组织学病理改变 | 第17-24页 |
| 1.1 实验试剂与仪器 | 第17-18页 |
| 1.1.1 材料和试剂 | 第17-18页 |
| 1.1.2 相关染液的配置 | 第18页 |
| 1.2 试验方法: | 第18-20页 |
| 1.2.1 H&E染色 | 第18-19页 |
| 1.2.2 天狼星红染色 | 第19页 |
| 1.2.3 Weigarts染色 | 第19页 |
| 1.2.4 弹性蛋白定量 | 第19-20页 |
| 1.3 实验结果 | 第20-24页 |
| 1.3.1 临床盆腔器官脱垂病人阴道组织的组织学病理改变 | 第20-24页 |
| 2 三种POP动物模型的组织学和功能学改变及其与临床组织病理改变的比较 | 第24-35页 |
| 2.1 实验试剂与仪器 | 第24页 |
| 2.2 实验方法 | 第24-27页 |
| 2.2.1 POP动物模型一构建方法:盆腔组织化学性灼烧 | 第24-25页 |
| 2.2.2 POP动物模型二构建方法:小鼠阴道扩张复合弹性蛋白酶注射 | 第25页 |
| 2.2.3 组织学染色方法同前 | 第25页 |
| 2.2.4 实时荧光定量PCR (Real time PCR) | 第25-26页 |
| 2.2.5 Loxl1基因敲除小鼠基因型鉴定 | 第26-27页 |
| 2.2.6 动物模型最低漏尿点压力(LPP)测定 | 第27页 |
| 2.2.7 盆底支持力测试 | 第27页 |
| 2.2.8 原子力显微镜(AFM) | 第27页 |
| 2.2.9 统计方法 | 第27页 |
| 2.3 实验结果 | 第27-35页 |
| 2.3.1 盆腔组织化学性灼烧造模后组织学改变 | 第27-29页 |
| 2.3.2 盆腔组织化学性灼烧造模后盆底功能的改变 | 第29-30页 |
| 2.3.3 小鼠阴道扩张复合弹性蛋白酶注射造模后病理改变 | 第30-33页 |
| 2.3.4 Loxl1敲除小鼠的表型及组织学改变 | 第33-34页 |
| 2.3.5 Loxl1敲除小鼠的盆底功能的改变 | 第34-35页 |
| 3 临床POP发病的分子机制的探索及其与Loxl1模型小鼠的比较 | 第35-42页 |
| 3.1 实验方法 | 第35-36页 |
| 3.1.1 RNA-seq | 第35-36页 |
| 3.2 实验结果 | 第36-42页 |
| 3.2.1 临床盆腔器官脱垂病人阴道组织的整体转录组水平改变 | 第36-40页 |
| 3.2.2 Loxl1基因敲除小鼠阴道组织的的整体转录组水平改变 | 第40-42页 |
| 第一章 讨论 | 第42-46页 |
| 第二章 脂肪源性干细胞复合丝素微球调控改造盆腔器官脱垂病理微环境 | 第46-70页 |
| 引言 | 第46-48页 |
| 1 ADSC的分离培养鉴定及TGFβ-1处理对ADSC行为的影响 | 第48-58页 |
| 1.1 实验试剂与仪器 | 第48-50页 |
| 1.1.1 材料和试剂 | 第48-49页 |
| 1.1.2 相关溶液的配置 | 第49-50页 |
| 1.1.2.1 成骨诱导体系: | 第49页 |
| 1.1.2.2 成软骨诱导体系 | 第49-50页 |
| 1.1.2.3 成脂诱导体系 | 第50页 |
| 1.2 实验方法 | 第50-55页 |
| 1.2.1 小鼠ADSC的分离和培养 | 第50页 |
| 1.2.2 细胞冻存 | 第50-51页 |
| 1.2.3 细胞复苏 | 第51页 |
| 1.2.4 小鼠ADSC鉴定 | 第51-55页 |
| 1.2.4.1 单克隆形成能力检测 | 第51页 |
| 1.2.4.2 结晶紫染色 | 第51-52页 |
| 1.2.4.3 ADSC表面标志物流式细胞术检测 | 第52页 |
| 1.2.4.4 三系分化能力检测 | 第52页 |
| 1.2.4.5 茜素红染色 | 第52-53页 |
| 1.2.4.6 Safrain-O染色 | 第53页 |
| 1.2.4.7 油红O染色 | 第53-54页 |
| 1.2.4.8 蛋白样本准备 | 第54页 |
| 1.2.4.9 Western-blot | 第54-55页 |
| 1.3 实验结果 | 第55-58页 |
| 1.3.1 ADSC的分离培养及鉴定 | 第55-56页 |
| 1.3.2 体外验证TGFβ-1促进ADSCs细胞外基质的合成能力 | 第56-58页 |
| 2 丝素微球材料的表征及体外和体内的生物安全性评价 | 第58-64页 |
| 2.1 实验试剂及仪器 | 第58页 |
| 2.1.1 实验材料及试剂 | 第58页 |
| 2.2 实验方法 | 第58-60页 |
| 2.2.1 丝素蛋白微球制备 | 第58-59页 |
| 2.2.1.1 丝素蛋白溶液的获取 | 第58-59页 |
| 2.2.1.2 丝素蛋白成微球处理 | 第59页 |
| 2.2.2 扫描电镜观察丝素蛋白微球形态 | 第59页 |
| 2.2.3 红外吸收光谱测定 | 第59页 |
| 2.2.4 体外检测丝素蛋白微球对ADSC的细胞毒性 | 第59-60页 |
| 2.2.4.1 ADSC细胞与丝素蛋白微球共培养 | 第59-60页 |
| 2.2.4.2 免疫荧光观察复合材料后细胞生长状态 | 第60页 |
| 2.2.4.3 CCK-8测定细胞增殖曲线 | 第60页 |
| 2.2.5 组织学染色:H&E染色、天狼星红染色见第一章 | 第60页 |
| 2.3 实验结果 | 第60-64页 |
| 2.3.1 丝素微球材料的表征及其与ADSC的相互作用 | 第60-61页 |
| 2.3.2 丝素蛋白微球与ADSC复合对细胞行为的影响 | 第61-62页 |
| 2.3.3 丝素蛋白浸提液蛋白质谱分析 | 第62-63页 |
| 2.3.4 丝素微球在体内的生物安全性评价 | 第63-64页 |
| 3 可注射细胞-微球材料对POP动物模型治疗效果的评估 | 第64-66页 |
| 3.1 实验试剂与仪器 | 第64页 |
| 3.2 实验方法 | 第64-65页 |
| 3.2.1 动物模型及分组: | 第64页 |
| 3.2.2 材料进行盆腔注射的步骤: | 第64-65页 |
| 3.2.3 盆底支持力测试 | 第65页 |
| 3.3 实验结果 | 第65-66页 |
| 3.3.1. 可注射细胞-微球材料对POP动物模型治疗效果的评估--脱垂表型评估 | 第65-66页 |
| 3.3.2 可注射细胞-微球材料对POP动物模型治疗效果的评估--功能学评估 | 第66页 |
| 第二章 讨论 | 第66-70页 |
| 结论 | 第70-71页 |
| 参考文献 | 第71-77页 |
| 综述 | 第77-87页 |
| References | 第83-87页 |
| 作者简历 | 第87页 |
