| 摘要 | 第5-8页 |
| ABSTRACT | 第8-10页 |
| 英文缩略词中英文注释表 | 第15-18页 |
| 第一章 绪论 | 第18-34页 |
| 1.1 间质干细胞及其在损伤修复中的作用 | 第18-22页 |
| 1.1.1 间质干细胞 | 第18-19页 |
| 1.1.2 间质干细胞与组织再生修复 | 第19页 |
| 1.1.3 间质干细胞与皮肤组织再生修复 | 第19-22页 |
| 1.2 小分子药物调节干细胞生物学特性 | 第22-28页 |
| 1.2.1 小分子药物促进干细胞自我更新 | 第22-23页 |
| 1.2.2 小分子药物诱导干细胞多向分化 | 第23-24页 |
| 1.2.3 小分子药物调控干细胞再编程 | 第24-26页 |
| 1.2.4 小分子药物调控干细胞在损伤修复中的作用 | 第26-27页 |
| 1.2.5 小分子药物3,3'-二吲哚甲烷及其作用 | 第27-28页 |
| 1.3 外泌体EXOSOME | 第28-31页 |
| 1.3.1 exosome的生物合成,释放和摄取 | 第28-29页 |
| 1.3.2 exosome的生物结构和功能 | 第29-30页 |
| 1.3.3 exosome介导的Wnt信号转运 | 第30-31页 |
| 1.4 WNT信号通路 | 第31-33页 |
| 1.4.1 Wnt/β-catenin信号通路分子组成 | 第31-32页 |
| 1.4.2 Wnt信号通路在干细胞干性调节中的作用 | 第32-33页 |
| 1.5 科学问题的提出 | 第33-34页 |
| 第二章 研究目的、实验方案及意义 | 第34-40页 |
| 2.1 研究目的 | 第34页 |
| 2.2 实验方案设计 | 第34-39页 |
| 2.3 实验意义 | 第39-40页 |
| 第三章 小分子药物DIM预处理人脐带来源间质干细胞在SD大鼠深Ⅱ度烫伤中的作用 | 第40-62页 |
| 3.1 材料与仪器 | 第40-42页 |
| 3.1.1 所用细胞 | 第40-41页 |
| 3.1.2 所用动物 | 第41页 |
| 3.1.3 所用仪器 | 第41页 |
| 3.1.4 所用试剂及材料 | 第41-42页 |
| 3.2 实验方法 | 第42-52页 |
| 3.2.1 细胞培养: | 第42-43页 |
| 3.2.2 大鼠深Ⅱ度烫伤模型的建立: | 第43-44页 |
| 3.2.3 免疫组织化学染色: | 第44-45页 |
| 3.2.4 组织免疫荧光染色 | 第45-46页 |
| 3.2.5 MTT细胞毒性试验 | 第46-47页 |
| 3.2.6 细胞总蛋白的提取 | 第47-48页 |
| 3.2.7 Western blot蛋白印记 | 第48-50页 |
| 3.2.8 细胞总RNA提取,浓度测定及逆转录 | 第50-51页 |
| 3.2.9 荧光定量PCR | 第51-52页 |
| 3.2.10 HE染色 | 第52页 |
| 3.2.11 统计分析 | 第52页 |
| 3.3 研究结果 | 第52-60页 |
| 3.3.1 小分子药物DIM的选择及其作用时间,浓度的确定 | 第52-54页 |
| 3.3.2 DIM-hucMSC加速SD大鼠深Ⅱ度烫伤创面愈合 | 第54-55页 |
| 3.3.3 DIM-hucMSC促进了损伤表皮及皮肤附属结构的再生 | 第55-57页 |
| 3.3.4 DIM-hucMSC促进了损伤皮肤组织中β-catenin的表达 | 第57-58页 |
| 3.3.5 DIM自身对大鼠深Ⅱ度烫伤的修复作用 | 第58-60页 |
| 3.4 讨论 | 第60-62页 |
| 第四章 DIM通过Wnt/β-catenin信号通路上调hucMSC干性及旁分泌水平 | 第62-79页 |
| 4.1 材料与仪器 | 第62-63页 |
| 4.1.1 所用细胞 | 第62页 |
| 4.1.2 所用试剂与材料 | 第62-63页 |
| 4.1.3 本章所用仪器 | 第63页 |
| 4.2 实验方法 | 第63-66页 |
| 4.2.1 RNA提取,浓度测定及逆转录 | 第63页 |
| 4.2.2 荧光定量PCR | 第63页 |
| 4.2.3 Western blot | 第63页 |
| 4.2.4 免疫荧光 | 第63-64页 |
| 4.2.5 平板克隆试验 | 第64页 |
| 4.2.6 成脂诱导 | 第64页 |
| 4.2.7 成骨诱导 | 第64页 |
| 4.2.8 荧光素酶报告基因检测 | 第64-65页 |
| 4.2.9 HE染色 | 第65页 |
| 4.2.10 免疫组织化学染色 | 第65页 |
| 4.2.11 免疫组织荧光染色 | 第65页 |
| 4.2.12 Luminex液相质谱分析 | 第65页 |
| 4.2.13 流式检测细胞周期 | 第65-66页 |
| 4.2.14 统计学分析 | 第66页 |
| 4.3 实验结果 | 第66-77页 |
| 4.3.1 DIM上调hucMSC干性转录因子的表达水平 | 第66-67页 |
| 4.3.2 DIM促进hucMSC自我增殖和多向分化能力的增强,上调其旁分泌水平 | 第67-69页 |
| 4.3.3 DIM上调β-catenin的表达，促进其入核，增强转录活性 | 第69-77页 |
| 4.4 讨论 | 第77-79页 |
| 第五章 DIM上调hucMSC中Wnt11的表达活化Wnt/β-catenin信号通路 | 第79-93页 |
| 5.1 材料与仪器 | 第79-80页 |
| 5.1.1 所用细胞 | 第79页 |
| 5.1.2 所用动物 | 第79页 |
| 5.1.3 主要试剂 | 第79页 |
| 5.1.4 实验仪器 | 第79-80页 |
| 5.2 实验方法 | 第80-82页 |
| 5.2.1 RNA的提取,浓度测定及逆转录 | 第80页 |
| 5.2.2 荧光定量PCR | 第80页 |
| 5.2.3 Western blot | 第80页 |
| 5.2.4 慢病毒干扰载体的构建 | 第80-81页 |
| 5.2.5 平板克隆 | 第81页 |
| 5.2.6 成脂诱导 | 第81页 |
| 5.2.7 SD大鼠深Ⅱ度烫伤模型 | 第81页 |
| 5.2.8 HE染色 | 第81页 |
| 5.2.9 免疫组织化学染色 | 第81页 |
| 5.2.10 免疫组织荧光染色 | 第81-82页 |
| 5.2.11 组织学评分 | 第82页 |
| 5.2.12 统计学分析 | 第82页 |
| 5.3 研究结果 | 第82-90页 |
| 5.3.1 DIM可以上调hucMSC中Wnt11的表达 | 第82-83页 |
| 5.3.2 Wnt11基因敲减逆转了DIM-hucMSC干性转录因子的表达上调 | 第83-85页 |
| 5.3.3 Wntll基因敲减削弱了DIM-hucMSC的平板克隆和诱导成脂的能力 | 第85-87页 |
| 5.3.4 Wntll敲减削弱了DIM-hucMSC在体内皮肤烫伤中的修复作用 | 第87-90页 |
| 5.4 讨论 | 第90-93页 |
| 第六章 Exosome有效转运Wnt11活性蛋白 | 第93-101页 |
| 6.1 材料与仪器 | 第93-94页 |
| 6.1.1 所用细胞 | 第93页 |
| 6.1.2 主要试剂 | 第93页 |
| 6.1.3 实验仪器 | 第93-94页 |
| 6.2 实验方法 | 第94-95页 |
| 6.2.1 条件培养基的制备与收集 | 第94页 |
| 6.2.2 Exosome的提取(试剂盒提取法) | 第94页 |
| 6.2.3 Western blot | 第94页 |
| 6.2.4 平板克隆试验 | 第94页 |
| 6.2.5 荧光定量PCR | 第94页 |
| 6.2.6 ELISA试验(达科为试剂盒) | 第94-95页 |
| 6.2.7 划痕试验 | 第95页 |
| 6.3 研究结果 | 第95-100页 |
| 6.3.1 DIM-hucMSC条件培养基促进hucMSC干性上调 | 第95-97页 |
| 6.3.2 Exosome的提取与鉴定 | 第97-98页 |
| 6.3.3 Wnt11活性蛋白以Exosome的形式被转运 | 第98-100页 |
| 6.4 讨论 | 第100-101页 |
| 第七章 结论与展望 | 第101-103页 |
| 7.1 结论 | 第101-102页 |
| 7.2 展望 | 第102-103页 |
| 参考文献 | 第103-117页 |
| 致谢 | 第117-119页 |
| 在学期间取得的科研成果 | 第119-120页 |
| 1. 发表论文情况 | 第119-120页 |
| 2. 参与发明专利情况 | 第120页 |
| 3. 参与国际交流情况 | 第120页 |
