摘要 | 第6-8页 |
Abstract | 第8-9页 |
英文縮写词表 | 第10-14页 |
第1章 绪论 | 第14-24页 |
1.1 FoxM1结构 | 第14页 |
1.2 FoxM1功能 | 第14-17页 |
1.2.1 FoxM1的细胞周期调控作用 | 第14-15页 |
1.2.2 FoxM1与细胞衰老 | 第15-16页 |
1.2.3 FoxM1与干细胞 | 第16页 |
1.2.4 FoxM1与肿瘤 | 第16-17页 |
1.2.5 FoxM1与代谢 | 第17页 |
1.3 靶向FoxM1的药物研究 | 第17-22页 |
1.3.1 通过RNA干涉靶向FoxM1 | 第18-19页 |
1.3.2 抑制FoxM1的噻唑类抗生素和蛋白酶体抑制子 | 第19-20页 |
1.3.3 p19ARF和ARF多肽 | 第20页 |
1.3.4 NPM | 第20-21页 |
1.3.5 抑制FoxM1的抗癌药物 | 第21-22页 |
1.4 课题研究背景与内容 | 第22-24页 |
1.4.1 课题研究背景 | 第22-23页 |
1.4.2 内容 | 第23-24页 |
第2章 靶向FOXM1C DBD区的多肽药物设计 | 第24-35页 |
2.1 引言 | 第24页 |
2.2 靶向FoxM1cDNA结合区筛选方法 | 第24-25页 |
2.3 多肽药物序列来源 | 第25页 |
2.4 穿膜肽 | 第25-28页 |
2.4.1 穿膜肽的性质、分类、结构特征 | 第26页 |
2.4.2 穿膜肽的跨膜机制 | 第26-27页 |
2.4.3 穿膜肽的应用 | 第27-28页 |
2.5 模体序列的获取 | 第28-29页 |
2.6 多肽序列分子对接 | 第29-30页 |
2.6.1 FoxM1cDBD区三维结构的获取 | 第29页 |
2.6.2 分子对接原理 | 第29-30页 |
2.7 设计肽序列与FoxM1c的DNA结合区的分子对接 | 第30-34页 |
2.7.1 配体序列的确定 | 第30页 |
2.7.2 配体序列三维结构的模建 | 第30-31页 |
2.7.3 FoxM1c DBD与多肽序列的对接分析 | 第31-34页 |
2.8 小结 | 第34-35页 |
第3章 靶向FOXM1C多肽分子体外细胞实验 | 第35-45页 |
3.1 引言 | 第35页 |
3.2 实验材料 | 第35-38页 |
3.2.1 主要仪器 | 第35-36页 |
3.2.2 主要试剂及材料 | 第36-37页 |
3.2.3 主要试剂配制 | 第37-38页 |
3.3 实验方法 | 第38-39页 |
3.3.1 细胞常规培养 | 第38页 |
3.3.2 合成肽对HEPG-2和MCF-7细胞的活力测定 | 第38-39页 |
3.4 实验结果 | 第39-44页 |
3.4.1 合成多肽对HEPG-2细胞活力的抑制作用 | 第39-41页 |
3.4.2 合成多肽对MCF-7细胞活力的抑制作用 | 第41-44页 |
3.5 讨论与小结 | 第44-45页 |
第4章 天然植物药对HEPG-2细胞的杀伤研究 | 第45-64页 |
4.1 天然植物药 | 第45页 |
4.2 实验材料 | 第45-47页 |
4.2.1 主要仪器 | 第45-46页 |
4.2.2 主要试剂 | 第46页 |
4.2.3 主要试剂配制 | 第46-47页 |
4.3 实验内容 | 第47-53页 |
4.3.1 天然植物液对HEPG-2细胞活力的影响 | 第47页 |
4.3.2 AO-EB细胞双染 | 第47页 |
4.3.3 电泳检测HEPG-2细胞DNA Ladder | 第47-49页 |
4.3.4 Annexin V-FITC/PI标记流式细胞仪检测肝癌细胞凋亡与坏死 | 第49-50页 |
4.3.5 荧光定量PCR检测药物作用后的肝癌多基因表达 | 第50-53页 |
4.4 试验结果分析 | 第53-61页 |
4.4.1 天然植物液对HEPG-2细胞活力的抑制作用 | 第53-55页 |
4.4.2 AO-EB细胞双染 | 第55-56页 |
4.4.3 HEPG-2细胞DNA Ladder | 第56-57页 |
4.4.4 Annexin V-FITC/PI结果 | 第57-58页 |
4.4.5 荧光定量PCR结果与分析 | 第58-61页 |
4.5 分析与讨论 | 第61-63页 |
4.6 小结 | 第63-64页 |
全文总结 | 第64-65页 |
致谢 | 第65-66页 |
参考文献 | 第66-73页 |
附录 | 第73-74页 |
攻读硕士学位期间发表的学术论文 | 第74页 |