| 缩略语一览表 | 第12-14页 |
| 中文摘要 | 第14-17页 |
| ABSTRACT | 第17-20页 |
| 第一章 文献综述 | 第21-51页 |
| 第一节 小肽的作用及其在反刍动物前胃中的吸收 | 第21-31页 |
| 1.1 小肽吸收意义 | 第21-23页 |
| 1.2 反刍动物前胃与门静脉小肽数量 | 第23-24页 |
| 1.3 反刍动物前胃对小肽的吸收 | 第24-26页 |
| 1.4 小肽吸收机制 | 第26-28页 |
| 1.5 生物活性肽 | 第28-31页 |
| 第二节 小肽转运载体(PepT1)的结构特点及分布规律 | 第31-39页 |
| 2.1 PepT1的结构特点 | 第31-33页 |
| 2.2 PepT1的转运机制 | 第33页 |
| 2.3 PepT1的克隆表达 | 第33-34页 |
| 2.4 PepT1的底物特异性 | 第34-36页 |
| 2.5 PepT1的分布规律 | 第36-39页 |
| 第三节 PepT1表达和功能的影响因素 | 第39-43页 |
| 3.1 疾病 | 第39页 |
| 3.2 昼夜节律 | 第39-40页 |
| 3.3 miRNA | 第40页 |
| 3.4 激素 | 第40-41页 |
| 3.5 发育 | 第41-42页 |
| 3.6 日粮 | 第42-43页 |
| 第四节 小肽吸收转运的研究模型 | 第43-49页 |
| 4.1 动物模型 | 第43页 |
| 4.2 组织模型 | 第43-44页 |
| 4.3 刷状缘膜囊泡 | 第44页 |
| 4.4 细胞系 | 第44-46页 |
| 4.5 原代细胞 | 第46-49页 |
| 第五节 研究目的意义与内容 | 第49-51页 |
| 5.1 本研究的目的和意义 | 第49页 |
| 5.2 本研究的主要内容 | 第49-51页 |
| 第二章 奶牛瓣胃上皮细胞(OEC)体外培养模型的建立 | 第51-69页 |
| 引言 | 第51页 |
| 1 材料 | 第51-53页 |
| 1.1 瓣胃组织来源及取样 | 第51页 |
| 1.2 主要试剂及配制 | 第51-52页 |
| 1.3 主要仪器和耗材 | 第52-53页 |
| 2 方法 | 第53-58页 |
| 2.1 细胞培养条件 | 第53页 |
| 2.2 细胞原代分离 | 第53页 |
| 2.3 苏木精和伊红(H&E)组织染色 | 第53-54页 |
| 2.4 细胞纯化传代 | 第54页 |
| 2.5 细胞冻存与复苏 | 第54页 |
| 2.6 细胞生长曲线 | 第54-55页 |
| 2.7 OEC超微结构观察 | 第55页 |
| 2.8 免疫细胞化学鉴定 | 第55页 |
| 2.9 OEC的PepT1基因检测 | 第55-58页 |
| 3 结果与分析 | 第58-66页 |
| 3.1 原代OEC生长和形态观察 | 第58-61页 |
| 3.2 OEC生长曲线 | 第61-62页 |
| 3.3 OEC超微结构观察 | 第62-63页 |
| 3.4 OEC的鉴定和PepT1的检测 | 第63-65页 |
| 3.5 PepT1引物特异性 | 第65-66页 |
| 4 讨论 | 第66-69页 |
| 第三章 奶牛OEC对Gly-Sar吸收机制的研究 | 第69-115页 |
| 引言 | 第69页 |
| 第一节 奶牛OEC对Gly-Sar的胞内摄取机制研究 | 第69-81页 |
| 1. 材料 | 第69-70页 |
| 1.1 OEC | 第69页 |
| 1.2 试剂 | 第69-70页 |
| 1.3 仪器 | 第70页 |
| 2 方法 | 第70-73页 |
| 2.1 细胞培养 | 第70页 |
| 2.2 试验设计和处理 | 第70-71页 |
| 2.3 蛋白测定 | 第71-72页 |
| 2.4 底物对OEC PepT1表达的影响 | 第72页 |
| 2.5 Western blot | 第72-73页 |
| 2.6 数据处理与统计 | 第73页 |
| 3 结果与分析 | 第73-77页 |
| 3.1 OEC对Gly-Sar摄取的pH和时间依赖性 | 第73-74页 |
| 3.2 OEC对Gly-Sar摄取的温度和浓度依赖性 | 第74-75页 |
| 3.3 Met-Gly与DEPC对OEC摄取Gly-Sar的抑制作用 | 第75-76页 |
| 3.4 底物对OEC PepT1表达的影响 | 第76-77页 |
| 4 讨论 | 第77-81页 |
| 第二节 奶牛OEC对Gly-Sar跨膜转运功能的研究 | 第81-101页 |
| 引言 | 第81页 |
| 1 材料 | 第81页 |
| 1.1 OEC | 第81页 |
| 1.2 试剂 | 第81页 |
| 1.3 仪器 | 第81页 |
| 2 方法 | 第81-86页 |
| 2.1 细胞培养 | 第81-82页 |
| 2.2 细胞层紧密性的检测 | 第82-83页 |
| 2.3 OEC对Gly-Sar的跨膜转运功能研究 | 第83-84页 |
| 2.4 LPS对OEC的PepT1表达和Gly-Sar转运的影响 | 第84-85页 |
| 2.5 瘤胃上皮细胞(REC)与OEC小肽转运能力比较 | 第85页 |
| 2.6 数据处理与统计 | 第85-86页 |
| 3 结果与分析 | 第86-97页 |
| 3.1 OEC细胞层致密性的评价 | 第86-89页 |
| 3.2 Gly-Sar转运的影响因素 | 第89-92页 |
| 3.3 LPS对OEC的PepT1表达和转运功能的影响 | 第92-94页 |
| 3.4 瘤胃和OEC转运Gly-Sar能力比较 | 第94-97页 |
| 4 讨论 | 第97-101页 |
| 4.1 OEC细胞层结构完整性的评估 | 第97-98页 |
| 4.2 OEC细胞层对Gly-Sar转运功能的研究 | 第98-99页 |
| 4.3 LPS对OEC的PepT1表达和转运功能的影响 | 第99-100页 |
| 4.4 REC和OEC转运Gly-Sar能力比较 | 第100-101页 |
| 第三节 siRNA干扰与过表达PepT1对OEC摄取Gly-Sar的影响 | 第101-115页 |
| 1 材料 | 第101页 |
| 1.1 细胞 | 第101页 |
| 1.2 试剂 | 第101页 |
| 1.3 仪器 | 第101页 |
| 2 方法 | 第101-105页 |
| 2.1 细胞培养 | 第101页 |
| 2.2 转染效率检测 | 第101-102页 |
| 2.3 siRNA干扰条件的筛选 | 第102-103页 |
| 2.4 siRNA干扰对OEC摄取G砂Sar的影响 | 第103页 |
| 2.5 siRNA干扰效果检测 | 第103页 |
| 2.6 过表达PepT1对OEC摄取Gly-Sar的影响 | 第103-105页 |
| 3 结果与分析 | 第105-112页 |
| 3.1 转染条件的优化 | 第105-108页 |
| 3.2 siRNA干扰对OEC摄取Gly-Sar的影响 | 第108-109页 |
| 3.3 过表达PepT1对OEC摄取Gly-Sar的影响 | 第109-112页 |
| 4 讨论 | 第112-115页 |
| 第四章 奶牛小肽转运载体PepT1的功能特征及组织分布 | 第115-151页 |
| 1 材料 | 第115页 |
| 1.1 细胞系 | 第115页 |
| 1.2 试剂 | 第115页 |
| 1.3 仪器 | 第115页 |
| 2 方法 | 第115-118页 |
| 2.1 奶牛全长bPepT1的克隆与真核表达载体的构建 | 第115页 |
| 2.2 奶牛bPepT1蛋白结构预测 | 第115-116页 |
| 2.3 奶牛bPepT1与其他物种的同源性比较 | 第116页 |
| 2.4 奶牛胃肠道bPepT1的分布规律 | 第116页 |
| 2.5 细胞培养 | 第116-117页 |
| 2.6 CHO细胞的转染 | 第117页 |
| 2.7 qPCR检测bPepT1的表达 | 第117页 |
| 2.8 转染CHO细胞的PepT1表达功能 | 第117-118页 |
| 2.9 液闪移检测 | 第118页 |
| 2.10 数据统计分析 | 第118页 |
| 3 结果与分析 | 第118-144页 |
| 3.1 奶牛bPepT1蛋白结构 | 第118-135页 |
| 3.2 奶牛胃肠道组织bPepT1的分布规律 | 第135-136页 |
| 3.3 奶牛bPepT1的功能特征 | 第136-144页 |
| 4 讨论 | 第144-151页 |
| 4.1 bPepT1的结构特点 | 第144-146页 |
| 4.2 奶牛胃肠道组织bPepT1的分布规律 | 第146页 |
| 4.3 bPepT1的功能特点 | 第146-148页 |
| 4.4 bPepT1对不同小肽的转运动力学研究 | 第148-151页 |
| 第五章 结论、创新点与研究展望 | 第151-153页 |
| 1 主要结论 | 第151页 |
| 2 创新点 | 第151-152页 |
| 3 研究展望 | 第152-153页 |
| 参考文献 | 第153-177页 |
| 作者简历及论文发表情况 | 第177-179页 |
| 致谢 | 第179页 |
