| 摘要 | 第6-9页 |
| ABSTRACT | 第9-11页 |
| 缩略词 | 第19-20页 |
| 第一章 前言 | 第20-32页 |
| 1.1 细胞凋亡概述 | 第20-24页 |
| 1.1.1 细胞凋亡定义 | 第20页 |
| 1.1.2 铝诱导细胞凋亡 | 第20-21页 |
| 1.1.3 酵母细胞凋亡 | 第21-23页 |
| 1.1.4 植物细胞凋亡 | 第23-24页 |
| 1.2 激光光镊子拉曼光谱技术 | 第24-29页 |
| 1.2.1 激光光镊子拉曼光谱技术的背景 | 第24-25页 |
| 1.2.2 激光光镊子拉曼光谱系统(LTRS)工作基本原理 | 第25页 |
| 1.2.3 激光光镊子拉曼光谱系统(LTRS)的设置 | 第25-26页 |
| 1.2.4 激光光镊拉曼光谱技术(LTRS)的应用 | 第26-29页 |
| 1.2.5 激光光镊拉曼光谱技术(LTRS)的特点 | 第29页 |
| 1.3 本研究的主要内容、意义及创新之处 | 第29-32页 |
| 第二章 铝诱导土生隐球酵母细胞凋亡过程中细胞及线粒体特性的研究 | 第32-49页 |
| 2.1 材料与方法 | 第32-38页 |
| 2.1.1 菌株及培养基 | 第32页 |
| 2.1.2 酵母菌培养收集 | 第32-33页 |
| 2.1.3 不同浓度铝处理酵母细胞 | 第33页 |
| 2.1.4 最大铝浓度下对酵母细胞处理不同的时间 | 第33页 |
| 2.1.5 4',6-二脒基-2-苯基吲哚(4',6-diamidino-2-phenylindoIe,DAPI)染色 | 第33页 |
| 2.1.6 酵母细胞电镜的制作 | 第33-34页 |
| 2.1.7 酵母基因组的提取 | 第34页 |
| 2.1.8 Caspase-3-like活性测定 | 第34-35页 |
| 2.1.9 活性氧ROS的测定 | 第35页 |
| 2.1.10 提取酵母线粒体 | 第35-36页 |
| 2.1.11 线粒体丙二醛(MDA)含量的测定 | 第36页 |
| 2.1.12 线粒体膜电位(△Ψm)的测定 | 第36页 |
| 2.1.13 线粒体Cyt c/a比值的测定 | 第36页 |
| 2.1.14 线粒体细胞色素C含量的测定 | 第36-37页 |
| 2.1.15 铝处理后Cyt c的表达谱 | 第37页 |
| 2.1.16 实验数据处理 | 第37-38页 |
| 2.2 结果与分析 | 第38-47页 |
| 2.2.1 铝胁迫导致土生隐球酵母存活率下降 | 第38页 |
| 2.2.2 铝胁迫引起酵母细胞凋亡 | 第38-39页 |
| 2.2.3 铝胁迫引起酵母细胞器的变化 | 第39-40页 |
| 2.2.4 铝胁迫酵母细胞后基因组发生降解 | 第40页 |
| 2.2.5 铝胁迫导致Caspase-3-like活性增加 | 第40-41页 |
| 2.2.6 铝胁迫诱导细胞中活性氧ROS产生增加 | 第41-42页 |
| 2.2.7 铝胁迫酵母后其线粒体丙二醛(MDA)的含量增加 | 第42-43页 |
| 2.2.8 铝胁迫降低线粒体膜电位(△Ψm) | 第43-44页 |
| 2.2.9 铝胁迫酵母后其线粒体Cyt c/a的值 | 第44-45页 |
| 2.2.10 铝胁迫酵母后其线粒体Cyt c的含量下降 | 第45-47页 |
| 2.3 讨论 | 第47-49页 |
| 第三章 铝胁迫酵母细胞及线粒体的拉曼光谱研究 | 第49-67页 |
| 3.1 材料与方法 | 第50-51页 |
| 3.1.1 铝胁迫下酵母群体细胞拉曼光谱的测定 | 第50页 |
| 3.1.2 最大浓度铝胁迫下单个细胞的拉曼光谱测定 | 第50页 |
| 3.1.3 不同浓度铝胁迫酵母后其群体线粒体的拉曼光谱测定 | 第50页 |
| 3.1.4 50mmol/L铝胁迫酵母单个线粒体的拉曼光谱测定 | 第50-51页 |
| 3.1.5 实验数据处理 | 第51页 |
| 3.2 结果与分析 | 第51-65页 |
| 3.2.1 铝处理酵母群体细胞拉曼光谱 | 第51-57页 |
| 3.2.2 铝不同时间处理酵母细胞的单个细胞的拉曼光谱分析 | 第57-59页 |
| 3.2.3 酵母单个线粒体的拉曼光谱 | 第59-60页 |
| 3.2.4 铝胁迫酵母群体线粒体的拉曼光谱 | 第60-63页 |
| 3.2.5 铝胁迫酵母其单个线粒体的拉曼光谱 | 第63-65页 |
| 3.3 讨论 | 第65-67页 |
| 第四章 铝胁迫大豆根尖细胞线粒体的生理特性研究 | 第67-84页 |
| 4.1 材料与方法 | 第68-72页 |
| 4.1.1 材料 | 第68页 |
| 4.1.2 大豆的培养 | 第68页 |
| 4.1.3 不同浓度铝处理大豆根尖细胞 | 第68页 |
| 4.1.4 50μmol/L铝处理大豆根尖细胞 | 第68页 |
| 4.1.5 大豆根相对伸长测定 | 第68-69页 |
| 4.1.6 DAPI染色 | 第69页 |
| 4.1.7 Caspase-3-like活性测定 | 第69页 |
| 4.1.8 活性氧ROS的测定 | 第69-70页 |
| 4.1.9 大豆基因组的提取 | 第70页 |
| 4.1.10 大豆线粒体的提取 | 第70-71页 |
| 4.1.11 线粒体丙二醛(MDA)含量的测定 | 第71页 |
| 4.1.12 线粒体膜电位的测定 | 第71页 |
| 4.1.13 线粒体Cyt c/a比值的测定 | 第71页 |
| 4.1.14 线粒体细胞色素C含量的测定 | 第71页 |
| 4.1.15 大豆根尖随铝处理浓度和时间的不同Cyt c的表达谱 | 第71页 |
| 4.1.16 实验数据处理 | 第71-72页 |
| 4.2 结果 | 第72-81页 |
| 4.2.1 不同浓度铝处理大豆的根尖伸长量 | 第72页 |
| 4.2.2 不同浓度铝处理大豆的根尖细胞DAPI染色 | 第72-73页 |
| 4.2.3 铝处理大豆根尖后Caspase-3-like活性变化 | 第73-74页 |
| 4.2.4 铝胁迫大豆根尖细胞后活性氧ROS的测定 | 第74-75页 |
| 4.2.5 铝处理大豆根尖后基因组发生降解 | 第75-76页 |
| 4.2.6 铝胁迫大豆根尖后其线粒体MDA含量 | 第76-77页 |
| 4.2.7 铝胁迫大豆根尖后其线粒体膜电位(△Ψm)的测定 | 第77-78页 |
| 4.2.8 铝胁迫大豆根尖后其线粒体Cyt c/a比值 | 第78-79页 |
| 4.2.9 铝胁迫大豆根尖后其线粒体Cyt c的含量 | 第79-80页 |
| 4.2.10 铝胁迫大豆根尖增加细胞的Cyt c基因表达 | 第80-81页 |
| 4.3 讨论 | 第81-84页 |
| 第五章 总结与展望 | 第84-86页 |
| 参考文献 | 第86-95页 |
| 致谢 | 第95-96页 |
| 附录A 攻读硕士研究生期间所发表的论文 | 第96页 |
