| 摘要 | 第9-12页 |
| Abstract | 第12-15页 |
| 第一章 文献综述 | 第16-28页 |
| 1 iPSCs的研究进展 | 第16-21页 |
| 1.1 iPSCs的产生 | 第16页 |
| 1.2 iPSCs诱导技术进展 | 第16-21页 |
| 1.2.1 转录因子组合的筛选 | 第17页 |
| 1.2.2 基因载体系统的选择 | 第17页 |
| 1.2.3 小分子化合物在iPSCs研究中的应用 | 第17-21页 |
| 2 细胞内吞纳米颗粒(Nanoparticles,NPs)的研究 | 第21-25页 |
| 2.1 研究细胞内吞纳米颗粒的意义 | 第21页 |
| 2.2 NPs进入细胞的机制 | 第21-23页 |
| 2.2.1 细胞内吞作用 | 第21-23页 |
| 2.2.2 非内吞方式 | 第23页 |
| 2.3 研究细胞内吞NPs的方法 | 第23-25页 |
| 2.3.1 研究工具 | 第23-24页 |
| 2.3.2 研究方法 | 第24-25页 |
| 3 超顺磁性氧化铁纳米颗粒(Superparamagnetic iron oxide nanoparticles,SPION)的研究 | 第25-26页 |
| 3.1 SPION的物理结构特征与生物学特性 | 第25页 |
| 3.2 SPION的表面特性与修饰 | 第25页 |
| 3.3 SPION作为基因转染载体的研究 | 第25-26页 |
| 3.3.1 SPION基因载体的特点 | 第25页 |
| 3.3.2 SPION作为基因转染载体的应用 | 第25-26页 |
| 4 总结和展望 | 第26-28页 |
| 第二章 试验部分 | 第28-70页 |
| 引言 | 第28-30页 |
| 试验一 SPION-PEI对HEK-293T细胞毒性作用的研究 | 第30-44页 |
| 1 材料 | 第30-32页 |
| 1.1 细胞 | 第30页 |
| 1.2 主要仪器与设备 | 第30-31页 |
| 1.3 主要药品和试剂 | 第31页 |
| 1.4 主要溶液配制 | 第31-32页 |
| 2 方法 | 第32-36页 |
| 2.1 HEK-293T细胞的体外培养和冷冻保存 | 第32-33页 |
| 2.1.1 HEK-293T细胞的体外培养 | 第32页 |
| 2.1.2 HEK-293T细胞的传代培养 | 第32页 |
| 2.1.3 HEK-293T细胞的冷冻保存 | 第32页 |
| 2.1.4 HEK-293T细胞的复苏 | 第32-33页 |
| 2.2 SPION或SPION-PEI对HEK-293T细胞的毒性作用 | 第33-34页 |
| 2.2.1 细胞形态学观察 | 第33页 |
| 2.2.2 CCK-8比色分析法 | 第33-34页 |
| 2.2.3 LDH释放法 | 第34页 |
| 2.3 SPION或SPION-PEI对HEK-293T细胞的脂质过氧化作用 | 第34-35页 |
| 2.4 SPION或SPION-PEI对HEK-293T细胞DNA的损伤作用 | 第35-36页 |
| 2.5 数据统计分析 | 第36页 |
| 3 结果与分析 | 第36-41页 |
| 3.1 SPION或SPION-PEI对HEK-293T细胞的毒性作用 | 第36-39页 |
| 3.1.1 细胞形态学观察 | 第36-37页 |
| 3.1.2 CCK-8检测 | 第37-38页 |
| 3.1.3 LDH检测 | 第38-39页 |
| 3.2 SPION或SPION-PEI对HEK-293T细胞的脂质过氧化作用 | 第39-40页 |
| 3.3 SPION或SPION-PEI对HEK-293T细胞DNA的损伤作用 | 第40-41页 |
| 4 讨论 | 第41-42页 |
| 5 小结 | 第42-44页 |
| 试验二 SPION-PEI作为基因载体携带Oct4进入HEK-293T细胞的条件优化 | 第44-60页 |
| 1 材料 | 第44-46页 |
| 1.1 细胞 | 第44页 |
| 1.2 主要仪器与设备 | 第44页 |
| 1.3 主要药品和试剂 | 第44-45页 |
| 1.4 主要溶液配制 | 第45-46页 |
| 2 方法 | 第46-50页 |
| 2.1 HEK-293T细胞的培养 | 第46页 |
| 2.2 质粒构建 | 第46-48页 |
| 2.2.1 质粒DNA的提取 | 第47-48页 |
| 2.2.2 琼脂糖凝胶电泳(质粒DNA酶切验证) | 第48页 |
| 2.3 SPION-PEI与Oct4的结合试验 | 第48-49页 |
| 2.3.1 SPION-PEI与Oct4的结合效率检测 | 第48页 |
| 2.3.2 磁性纳米颗粒与DNA结合的凝胶阻滞试验 | 第48-49页 |
| 2.4 SPION-PEI的DNA保护试验 | 第49页 |
| 2.5 适宜浓度SPION-PEI/Oct4转染复合体的筛选 | 第49页 |
| 2.5.1 转染复合体的制备 | 第49页 |
| 2.5.2 磁场作用及不同浓度转染复合体对细胞转染效率的影响 | 第49页 |
| 2.6 不同药物对SPION-PEI/Oct4复合体转染效率的影响 | 第49-50页 |
| 2.7 数据统计分析 | 第50页 |
| 3 结果与分析 | 第50-56页 |
| 3.1 质粒DNA的提取与酶切验证 | 第50-51页 |
| 3.2 DNA结合试验 | 第51-52页 |
| 3.3 DNA保护试验 | 第52-53页 |
| 3.4 磁场作用和不同浓度SPION-PEI/Oct4复合体对细胞转染效率的影响 | 第53-54页 |
| 3.5 不同药物处理对SPION-PEI/Oct4复合体转染效率的影响 | 第54-56页 |
| 4 讨论 | 第56-58页 |
| 4.1 SPION-PEI对Oct4质粒DNA的结合和保护作用 | 第56-57页 |
| 4.2 不同药物对SPION-PEI/Oct4复合体转染效率的影响 | 第57-58页 |
| 5 小结 | 第58-60页 |
| 试验三 SPION-PEI介导Oct4重编程HEK-293T细胞为iPSCs的可行性研究 | 第60-68页 |
| 1 材料 | 第60-62页 |
| 1.1 实验动物 | 第60页 |
| 1.2 细胞 | 第60页 |
| 1.3 主要仪器与设备 | 第60-61页 |
| 1.4 主要药品和试剂 | 第61页 |
| 1.5 主要溶液配制 | 第61-62页 |
| 2 方法 | 第62-65页 |
| 2.1 小鼠的超数排卵 | 第62页 |
| 2.2 MEFs的原代培养 | 第62页 |
| 2.3 MEFs的传代培养和纯化 | 第62页 |
| 2.4 MEFs饲养层的制备 | 第62-63页 |
| 2.5 SPION-PEI/Oct4复合体转染HEK-293T细胞 | 第63页 |
| 2.6 HEK-293T细胞稳定转染克隆的筛选 | 第63页 |
| 2.7 三种抑制剂与HEK-293T细胞稳定转染克隆共孵育 | 第63页 |
| 2.8 iPSCs样克隆的多能性鉴定 | 第63-65页 |
| 2.8.1 细胞形态学观察 | 第63-64页 |
| 2.8.2 AKP染色 | 第64页 |
| 2.8.3 Oct-4和SSEA-3免疫细胞化学染色 | 第64页 |
| 2.8.4 EB形成 | 第64页 |
| 2.8.5 RT-PCR检测 | 第64-65页 |
| 3 结果与分析 | 第65-66页 |
| 3.1 iPSCs样克隆的形成 | 第65页 |
| 3.2 iPSCs样克隆多能性特征的鉴定 | 第65-66页 |
| 3.2.1 形态学观察 | 第65页 |
| 3.2.2 AKP染色 | 第65页 |
| 3.2.3 Oct-4和SSEA-3免疫细胞化学染色 | 第65页 |
| 3.2.4 EB形成和体外分化 | 第65-66页 |
| 3.3 三种抑制剂对Oct4过表达重编程HEK-293T为iPSCs的影响 | 第66页 |
| 4 讨论 | 第66-67页 |
| 5 小结 | 第67-68页 |
| 总结 | 第68-70页 |
| 参考文献 | 第70-80页 |
| 附录 缩略词表 | 第80-84页 |
| 在读期间发表论文及参加课题参研情况一览表 | 第84-86页 |
| 致谢 | 第86页 |
