| 致谢 | 第8-9页 |
| 摘要 | 第9-12页 |
| Abstract | 第12-14页 |
| 第一章 文献综述 | 第18-40页 |
| 1.1 稻瘟病菌概况 | 第18-30页 |
| 1.1.1 稻瘟病菌研究的意义 | 第18-19页 |
| 1.1.2 稻瘟病菌侵染循环 | 第19-21页 |
| 1.1.3 稻瘟病菌致病相关信号途径 | 第21-25页 |
| 1.1.4 细胞自噬与稻瘟病菌 | 第25-27页 |
| 1.1.5 附着胞介导的稻瘟病菌侵染进程中重要的代谢活动 | 第27-30页 |
| 1.1.5.1 海藻糖和糖原代谢 | 第27-28页 |
| 1.1.5.2 脂质代谢 | 第28-30页 |
| 1.2 SNF1信号途径 | 第30-36页 |
| 1.2.1 SNF1激酶复合体的结构 | 第30-32页 |
| 1.2.2 SNF1激酶的活性调控 | 第32-33页 |
| 1.2.3 SNF1信号途径的功能研究 | 第33-34页 |
| 1.2.3.1 SNF1对碳源代谢的调节 | 第33-34页 |
| 1.2.3.2 SNF1对环境胁迫反应的调节 | 第34页 |
| 1.2.3.3 SNF1对发育相关进程的调控 | 第34页 |
| 1.2.4 植物病原真菌SNF1途径的研究进展 | 第34-36页 |
| 1.3 PI3K复合体研究进展 | 第36-38页 |
| 1.4 本研究的目的及内容 | 第38-40页 |
| 第二章 材料与方法 | 第40-58页 |
| 2.1 试验菌株和培养条件 | 第40-42页 |
| 2.1.1 稻瘟病菌菌株和培养条件 | 第40页 |
| 2.1.2 细菌、酵母菌株和培养条件 | 第40页 |
| 2.1.3 培养基配方 | 第40-42页 |
| 2.1.3.1 稻瘟病菌用培养基 | 第40-41页 |
| 2.1.3.2 细菌用培养基 | 第41页 |
| 2.1.3.3 酵母分析用培养基 | 第41-42页 |
| 2.2 载体构建 | 第42-45页 |
| 2.2.1 常规PCR | 第42页 |
| 2.2.2 DNA操作 | 第42-43页 |
| 2.2.3 质粒大肠杆菌转化 | 第43-44页 |
| 2.2.4 敲除载体构建 | 第44-45页 |
| 2.3 实时荧光定量PCR(qRT-PCR) | 第45页 |
| 2.4 稻瘟病菌T-DNA转化 | 第45-47页 |
| 2.4.1 质粒转化农杆菌(冻融法) | 第45-46页 |
| 2.4.2 农杆菌介导的稻瘟病菌T-DNA转化 | 第46-47页 |
| 2.5 稻瘟病菌RNA和基因组DNA的提取 | 第47-48页 |
| 2.5.1 稻瘟病菌RNA的提取 | 第47页 |
| 2.5.2 基因组DNA的小量提取 | 第47-48页 |
| 2.5.3 基因组DNA的大量提取(CTAB法) | 第48页 |
| 2.6 稻瘟病菌基因组DNA Southern杂交(DIG) | 第48-51页 |
| 2.6.1 DIG标记DNA探针的制备 | 第49页 |
| 2.6.2 基因组DNA的酶切、电泳及变性 | 第49页 |
| 2.6.3 DNA转膜 | 第49-50页 |
| 2.6.4 Southern杂交过程 | 第50-51页 |
| 2.6.5 免疫显色 | 第51页 |
| 2.7 稻瘟病菌Western杂交 | 第51-53页 |
| 2.7.1 稻瘟病菌总蛋白的提取 | 第51-52页 |
| 2.7.2 SDS-PAGE 电泳及Western检测 | 第52-53页 |
| 2.8 酵母双杂交 | 第53页 |
| 2.9 稻瘟病菌表型分析 | 第53-55页 |
| 2.9.1 不同条件下生长速度的检测 | 第53页 |
| 2.9.2 分生孢子形成分析 | 第53-54页 |
| 2.9.3 分生孢子和附着胞分析 | 第54-55页 |
| 2.10 稻瘟病菌致病相关分析 | 第55-56页 |
| 2.10.1 大麦叶片离体接种 | 第55页 |
| 2.10.2 水稻苗喷雾接种 | 第55页 |
| 2.10.3 大麦叶片侵染显微观察 | 第55-56页 |
| 2.10.4 洋葱表皮细胞侵染观察 | 第56页 |
| 2.11 稻瘟病菌细胞结构观察 | 第56-58页 |
| 2.11.1 脂滴转运试验 | 第56页 |
| 2.11.2 CMAC染色观察 | 第56-57页 |
| 2.11.3 细胞自噬现象观察 | 第57页 |
| 2.11.4 透射电镜观察 | 第57-58页 |
| 第三章 稻瘟病菌SNF1途径的功能分析 | 第58-88页 |
| 3.1 结果分析 | 第58-81页 |
| 3.1.1 稻瘟病菌SNF1激酶复合体组分及其上游激酶的鉴定 | 第58-59页 |
| 3.1.2 SNF1途径各组分在稻瘟病菌不同阶段的表达分析 | 第59-60页 |
| 3.1.3 MoSNF1,MoSIP2,MoSNF4,MoSAK1和MoTOS3基因敲除突变体以及ΔMosak1ΔMotos3双敲突变体的获得 | 第60-61页 |
| 3.1.4 SNF1复合体的完整性及其上游激酶对产孢、气生菌丝生长、附着胞形成及大小十分关键 | 第61-64页 |
| 3.1.5 SNF1途径的中断严重影响了稻瘟病菌非发酵型碳源的利用 | 第64-66页 |
| 3.1.6 在稻瘟病菌中过氧化物酶体的维持依赖于SNF1途径 | 第66-69页 |
| 3.1.7 在ΔMosnf1,ΔMosip2,ΔMosnf4,ΔMosak1和AMosak1ΔMotos3中,脂滴的转运与降解受到严重影响 | 第69-71页 |
| 3.1.8 SNF1途径的中断影响了膨压积累和附着胞细胞壁孔径 | 第71-74页 |
| 3.1.9 SNF1途径中不同基因的缺失对稻瘟病菌致病性的影响不同 | 第74-75页 |
| 3.1.10 外源碳源能够部分回补SNF1途径各突变体的表型 | 第75-78页 |
| 3.1.11 SNF1途径各突变体对Ca~(2+)的敏感性不同 | 第78-81页 |
| 3.2 本章讨论 | 第81-88页 |
| 第四章 稻瘟病菌细胞自噬蛋白MoAtg14的功能分析 | 第88-100页 |
| 4.1 结果分析 | 第88-97页 |
| 4.1.1 稻瘟病菌细胞自噬基因MoATG14的鉴定及敲除 | 第88-90页 |
| 4.1.2 MoATG14的缺失导致稻瘟病菌细胞自噬过程中断 | 第90-91页 |
| 4.1.3 突变体ΔMoatg14的表型分析 | 第91-94页 |
| 4.1.3.1 ΔMoatg14的菌落形态 | 第91-92页 |
| 4.1.3.2 MoATG14的缺失导致产孢量严重下降 | 第92页 |
| 4.1.3.3 MoATG14是稻瘟病菌致病性所必需的 | 第92-94页 |
| 4.1.4 MoAtg14和MoAtg6通过各自的复合螺旋区发生互作 | 第94-95页 |
| 4.1.5 MoAtg14的复合螺旋区是MoAtg14功能所必需的 | 第95-97页 |
| 4.2 本章讨论 | 第97-100页 |
| 第五章 全文总结及展望 | 第100-103页 |
| 5.1 结论 | 第100-101页 |
| 5.2 今后的研究工作 | 第101-103页 |
| 参考文献 | 第103-115页 |
| 附表1 | 第115-119页 |
| 附表2 | 第119页 |
