致谢 | 第5-7页 |
中文摘要 | 第7-15页 |
Abstract | 第15-23页 |
第一部分 缺氧微环境对WSB1蛋白表达的调控作用以及WSB1与骨肉瘤恶性转移的相关性研究 | 第28-74页 |
1.1 引言 | 第28-31页 |
1.2 实验材料和仪器 | 第31-37页 |
1.2.1 细胞株、siRNA、质粒 | 第31页 |
1.2.2 药物与试剂 | 第31-35页 |
1.2.3 肿瘤组织样本 | 第35页 |
1.2.4 实验动物 | 第35页 |
1.2.5 实验仪器 | 第35-37页 |
1.3 实验方法 | 第37-50页 |
1.3.1 细胞培养 | 第37页 |
1.3.2 Western blotting法检测蛋白含量变化 | 第37-39页 |
1.3.3 双荧光素酶报告基因检测实验 | 第39页 |
1.3.4 质粒转染及siRNA干扰技术 | 第39-40页 |
1.3.5 免疫荧光法观察HIF-1α与WSB1在裸小鼠移植瘤组织切片中的共定位情况 | 第40-41页 |
1.3.6 免疫组化实验考察HIF-1α与WSB1在骨肉瘤组织样本中表达的相关性 | 第41-42页 |
1.3.7 苏木精—伊红(H&E)染色 | 第42-43页 |
1.3.8 RT-PCR检测相关基因转录水平的变化 | 第43-44页 |
1.3.9 慢病毒颗粒细胞感染 | 第44-45页 |
1.3.10 染色质免疫共沉淀 | 第45-48页 |
1.3.11 Transwell实验 | 第48页 |
1.3.12 划痕修复实验 | 第48-49页 |
1.3.13 骨肉瘤细胞肺转移模型 | 第49页 |
1.3.14 数据分析 | 第49-50页 |
1.4 实验结果 | 第50-72页 |
1.4.1 骨肉瘤细胞中WSB1与HIF-1α表达高度相关 | 第50-55页 |
1.4.2 缺氧条件下,HIF-1α转录激活WSB1诱导其蛋白表达增加 | 第55-57页 |
1.4.3 WSB1的表达水平与骨肉瘤的转移率呈正相关 | 第57-60页 |
1.4.4 WSB1可促进骨肉瘤细胞的体外迁移 | 第60-65页 |
1.4.5 WSB1可促进骨肉瘤细胞的体内肺部转移 | 第65-72页 |
1.5 讨论 | 第72-74页 |
第二部分 WSB1促进骨肉瘤转移的分子机制研究 | 第74-119页 |
2.1 引言 | 第74-77页 |
2.2 实验材料和仪器 | 第77-81页 |
2.2.1 细胞株与质粒 | 第77页 |
2.2.2 实验动物 | 第77页 |
2.2.3 药物与主要试剂 | 第77-79页 |
2.2.4 实验仪器 | 第79-81页 |
2.3 实验方法 | 第81-91页 |
2.3.1 细胞培养 | 第81页 |
2.3.2 Western blotting检测蛋白表达 | 第81-83页 |
2.3.3 SILAC定量蛋白质组学分析 | 第83页 |
2.3.4 质粒转染技术 | 第83页 |
2.3.5 免疫荧光法观察WSB1和RhoGDI2在细胞内的共定位情况 | 第83-84页 |
2.3.6 免疫组化考察WSB1和RhoGDI2在组织样本中表达的相关性 | 第84-86页 |
2.3.7 RT-PCR检测相关基因转录水平的变化 | 第86-87页 |
2.3.8 慢病毒颗粒细胞感染 | 第87页 |
2.3.9 Transwell实验 | 第87-88页 |
2.3.10 免疫沉淀实验 | 第88-89页 |
2.3.11 肌动蛋白Actin多聚化程度检测 | 第89页 |
2.3.12 Rac1活性检测 | 第89-90页 |
2.3.13 骨肉瘤细胞肺转移模型建立 | 第90页 |
2.3.14 数据分析 | 第90-91页 |
2.4 实验结果 | 第91-115页 |
2.4.1 WSB1蛋白促进骨肉瘤转移的作用依赖其自身的E3泛素连接酶活性 | 第91-94页 |
2.4.2 SILAC定量蛋白质组学分析WSB1通过其E3泛素连接酶活性调控转移的下游底物蛋白 | 第94-100页 |
2.4.3 WSB1促进转移相关蛋白RhoGDI2的泛素蛋白酶体途径降解 | 第100-107页 |
2.4.4 WSB1激活RhoGDI2下游信号通路 | 第107-110页 |
2.4.5 过表达RhoGDI2能够逆转WSB1的转移促进功能 | 第110-115页 |
2.5 讨论 | 第115-119页 |
参考文献 | 第119-125页 |
综述 HIF-1α信号通路在缺氧促进骨肉瘤转移中的作用研究 | 第125-141页 |
参考文献 | 第135-141页 |
作者简历及在学期间所取得的科研成果 | 第141-142页 |