| 摘要 | 第9-12页 |
| Abstract | 第12-14页 |
| 第一章 全文综述 | 第15-23页 |
| 1.1 组蛋白修饰 | 第15-16页 |
| 1.2 组蛋白甲基化转移酶概述 | 第16-17页 |
| 1.2.1 组蛋白甲基化转移酶 | 第16-17页 |
| 1.3 组蛋白赖氨酸甲基化转移酶SETDB1的研究进展 | 第17-19页 |
| 1.3.1 组蛋白赖氨酸甲基化转移酶SETDB1及其功能 | 第17-18页 |
| 1.3.2 组蛋白赖氨酸甲基化转移酶SETDB1与肿瘤的发生发展 | 第18-19页 |
| 1.4 其他几种常见组蛋白赖氨酸甲基化转移酶与肿瘤的发生发展 | 第19-21页 |
| 1.4.1 H3K9特异性赖氨酸甲基化转移酶G9a | 第19页 |
| 1.4.2 H3K27特异性赖氨酸甲基化转移酶EZH2 | 第19-20页 |
| 1.4.3 H3K4特异性赖氨酸甲基化转移酶SMYD3 | 第20页 |
| 1.4.4 H3K36特异性赖氨酸甲基化转移酶NSD1与SETD2 | 第20-21页 |
| 1.4.5 H3K79特异性赖氨酸甲基化转移酶DOT1 | 第21页 |
| 1.5 小结 | 第21-23页 |
| 第二章 引言 | 第23-27页 |
| 2.1 研究背景及意义 | 第23页 |
| 2.2 主要研究内容 | 第23-25页 |
| 2.2.1 第一部分SETDB1调控神经母细胞瘤细胞增殖及分化 | 第23-24页 |
| 2.2.2 第二部分SETDB1调控嘌呤代谢途径关键酶基因PRPS1的表达，PRPS1对神经母细胞瘤细胞增殖和成瘤有显著影响 | 第24页 |
| 2.2.3 第三部分SETDB1调控神经母细胞瘤原癌基因N-MYC的表达 | 第24-25页 |
| 2.3 技术路线 | 第25-27页 |
| 第三章 SETDB1调控神经母细胞瘤细胞增殖及分化 | 第27-43页 |
| 3.1 材料及试剂 | 第27-31页 |
| 3.1.1 主要材料 | 第27页 |
| 3.1.2 主要仪器 | 第27-28页 |
| 3.1.3 主要试剂 | 第28-29页 |
| 3.1.4 主要实验溶液配方 | 第29-31页 |
| 3.2 实验方法 | 第31-35页 |
| 3.2.1 细胞操作 | 第31-32页 |
| 3.2.2 细胞的免疫荧光染色 | 第32页 |
| 3.2.3 Western-blot | 第32-33页 |
| 3.2.4 cDNA的制备，荧光定量PCR | 第33页 |
| 3.2.5 超纯质粒提取 | 第33页 |
| 3.2.6 CCK-8 法检测转染细胞的增殖能力 | 第33页 |
| 3.2.7 慢病毒感染 | 第33-34页 |
| 3.2.8 MTT法测生长曲线 | 第34页 |
| 3.2.9 BrdU标记荧光染色 | 第34页 |
| 3.2.10 软琼脂克隆形成实验 | 第34-35页 |
| 3.2.11 小鼠体内成瘤实验 | 第35页 |
| 3.2.12 下调SETDB1的Microarray分析 | 第35页 |
| 3.3 结果与分析 | 第35-41页 |
| 3.3.1 SETDB1在不同神经母细胞瘤细胞系中的表达情况 | 第35-36页 |
| 3.3.2 SETDB1对神经母细胞瘤细胞增殖能力的影响 | 第36-38页 |
| 3.3.3 SETDB1对神经母细胞瘤细胞分化的影响 | 第38页 |
| 3.3.4 下调SETDB1后神经母细胞瘤干性及分化相关基因的Microarray分析 | 第38-39页 |
| 3.3.5 下调SETDB1后神经母细胞瘤干性及分化相关基因的mRNA水平分析 | 第39-40页 |
| 3.3.6 下调SETDB1后神经母细胞瘤干性及分化相关基因的蛋白水平及免疫荧光实验分析 | 第40-41页 |
| 3.4 讨论 | 第41-43页 |
| 第四章 SETDB1调控嘌呤代谢途径关键酶基因PRPS1的表达，PRPS1对神经母细胞瘤细胞增殖和成瘤有显著影响 | 第43-63页 |
| 4.1 材料及试剂 | 第43-46页 |
| 4.1.1 主要材料 | 第43页 |
| 4.1.2 主要仪器 | 第43-44页 |
| 4.1.3 主要试剂 | 第44-45页 |
| 4.1.4 主要实验溶液配方 | 第45-46页 |
| 4.2 实验方法 | 第46-50页 |
| 4.2.1 下调SETDB1的Microarray分析 | 第46页 |
| 4.2.2 神经母细胞瘤患者预后与PRPS1表达量的关系 | 第46页 |
| 4.2.3 细胞培养与传代 | 第46页 |
| 4.2.4 PRPS1shRNA载体构建及鉴定 | 第46-47页 |
| 4.2.5 细胞免疫荧光染色 | 第47页 |
| 4.2.6 Western-blot | 第47页 |
| 4.2.7 细胞周期分析 | 第47页 |
| 4.2.8 荧光定量PCR | 第47页 |
| 4.2.9 超纯质粒提取 | 第47页 |
| 4.2.10 MTT法测生长曲线 | 第47页 |
| 4.2.11 软琼脂克隆形成实验 | 第47页 |
| 4.2.12 小鼠体内成瘤实验 | 第47页 |
| 4.2.13 石蜡包埋肿瘤组织块 | 第47-48页 |
| 4.2.14 H&E染色 | 第48-49页 |
| 4.2.15 染色质免疫共沉淀 | 第49-50页 |
| 4.3 结果与分析 | 第50-60页 |
| 4.3.1 下调SETDB1后的对神经母细胞瘤嘌呤代谢的Microarray分析 | 第50-51页 |
| 4.3.2 下调SETDB1抑制嘌呤核苷酸从头合成途径中关键酶基因PRPS1的表达 | 第51页 |
| 4.3.3 研究SETDB1是否调控PRPS1的表达 | 第51-52页 |
| 4.3.4 PRPS1与神经母细胞瘤预后的关系 | 第52-54页 |
| 4.3.5 PRPS1在不同神经母细胞瘤细胞系中的表达情况 | 第54页 |
| 4.3.6 PRPS1的表达下调会抑制神经母细胞瘤增殖 | 第54-56页 |
| 4.3.7 下调PRPS1引起细胞周期G1期阻滞 | 第56-57页 |
| 4.3.8 PRPS1抑制神经母细胞瘤自我更新能力 | 第57-58页 |
| 4.3.9 PRPS1抑制神经母细胞瘤成瘤能力 | 第58-60页 |
| 4.4 讨论 | 第60-63页 |
| 第五章 SETDB1调控神经母细胞瘤原癌基因N-MYC的表达 | 第63-73页 |
| 5.1 材料及试剂 | 第63-65页 |
| 5.1.1 主要材料 | 第63页 |
| 5.1.2 主要仪器 | 第63-64页 |
| 5.1.3 主要试剂 | 第64-65页 |
| 5.1.4 主要实验溶液配方 | 第65页 |
| 5.2 实验方法 | 第65-67页 |
| 5.2.1 SETDB1表达量与神经母细胞瘤原癌基因N-MYC的关系 | 第65页 |
| 5.2.2 细胞培养与传代 | 第65页 |
| 5.2.3 N-MYC过表达载体构建及鉴定 | 第65-66页 |
| 5.2.4 细胞免疫荧光染色 | 第66页 |
| 5.2.5 Western-blot | 第66页 |
| 5.2.6 荧光定量PCR | 第66页 |
| 5.2.7 超纯质粒提取 | 第66页 |
| 5.2.8 MTT法测生长曲线 | 第66页 |
| 5.2.9 染色质免疫共沉淀 | 第66-67页 |
| 5.3 结果与分析 | 第67-70页 |
| 5.3.1 SETDB1的表达量与N-MYC扩增呈正相关 | 第67-68页 |
| 5.3.2 芯片分析显示下调SETDB1显著降低N-MYC的表达 | 第68页 |
| 5.3.3 研究SETDB1调控N-MYC的作用方式 | 第68-69页 |
| 5.3.4 在SETDB1si的神经母细胞瘤中过表达N-MYC，神经母细胞瘤增殖得到恢复 | 第69-70页 |
| 5.4 讨论 | 第70-73页 |
| 第六章 结论与讨论 | 第73-77页 |
| 6.1 敲低SETDB1引起神经母细胞瘤细胞的生长增殖受到抑制，并诱导细胞向胶质细胞分化 | 第73-74页 |
| 6.2 SETDB1调控PRPS1的表达，敲低PRPS1也能抑制神经母细胞瘤细胞的生长增殖 | 第74-75页 |
| 6.3 SETDB1调控神经母细胞瘤原癌基因N-MYC并影响细胞增殖与分化 | 第75-76页 |
| 6.4 展望 | 第76-77页 |
| 参考文献 | 第77-83页 |
| 在读期间发表论文及参研课题情况 | 第83-84页 |
| 缩略词表 | 第84-86页 |
| 致谢 | 第86-87页 |
