| 致谢 | 第5-6页 |
| 中文摘要 | 第6-10页 |
| Abstract | 第10-13页 |
| 缩略词 | 第14-16页 |
| 目次 | 第16-21页 |
| 绪论 | 第21-25页 |
| 1 第一章 MKX在肌腱发育、损伤和病理过程中的作用 | 第25-39页 |
| 1.1 引言 | 第25页 |
| 1.2 实验试剂与仪器 | 第25-27页 |
| 1.2.1 材料和试剂 | 第25-26页 |
| 1.2.2 实验仪器及材料 | 第26-27页 |
| 1.2.3 相关试剂的配制 | 第27页 |
| 1.3 实验方法 | 第27-33页 |
| 1.3.1 肌腱干细胞(TSPCs)的分离和培养 | 第27-28页 |
| 1.3.2 眼眶脂肪干细胞(ADSCs)分离和培养 | 第28页 |
| 1.3.3 hESC-MSC细胞培养 | 第28-29页 |
| 1.3.4 胞冻存 | 第29页 |
| 1.3.5 细胞复苏 | 第29页 |
| 1.3.6 提取RNA | 第29-30页 |
| 1.3.7 逆转录合成cDNA | 第30页 |
| 1.3.8 实时荧光定量PCR(Real time PCR) | 第30-31页 |
| 1.3.9 siRNA转染步骤 | 第31页 |
| 1.3.10 大鼠跟腱损伤模型 | 第31-32页 |
| 1.3.11 H&E染色 | 第32页 |
| 1.3.12 组织免疫荧光 | 第32-33页 |
| 1.4 实验结果 | 第33-37页 |
| 1.4.1 Mkx在肌腱炎中的表达 | 第33页 |
| 1.4.2 Mkx在肌腱损伤模型中的表达 | 第33-34页 |
| 1.4.3 Mkx在肌腱不同发育时期的表达 | 第34-35页 |
| 1.4.4 Mkx在TSPCs中高表达 | 第35-36页 |
| 1.4.5 沉默Mkx表达,影响TSPC表型的维持 | 第36-37页 |
| 1.5 讨论 | 第37-39页 |
| 2 第二章MKX的功能和机制的研究 | 第39-75页 |
| 2.1 引言 | 第39页 |
| 2.2 实验试剂与仪器 | 第39-43页 |
| 2.2.1 材料和试剂 | 第39-41页 |
| 2.2.2 质粒、载体及菌株 | 第41页 |
| 2.2.3 实验动物 | 第41页 |
| 2.2.4 实验仪器 | 第41页 |
| 2.2.5 相关试剂配制 | 第41-43页 |
| 2.3 实验方法 | 第43-55页 |
| 2.3.1 基因克隆,载体构建 | 第43-45页 |
| 2.3.2 感受态细胞的制备 | 第45页 |
| 2.3.3 质粒转化 | 第45页 |
| 2.3.4 质粒酶切 | 第45-46页 |
| 2.3.5 PCR产物清洗 | 第46页 |
| 2.3.6 酶切产物回收和纯化 | 第46页 |
| 2.3.7 酶切产物连接 | 第46-47页 |
| 2.3.8 质粒小量抽提(OMEGA) | 第47页 |
| 2.3.9 质粒大量抽提 | 第47-49页 |
| 2.3.10 病毒包装 | 第49页 |
| 2.3.11 病毒滴度检测 | 第49-50页 |
| 2.3.12 病毒感染预实验 | 第50-51页 |
| 2.3.13 病毒感染 | 第51页 |
| 2.3.14 蛋白样本准备 | 第51页 |
| 2.3.15 Western-blot | 第51-52页 |
| 2.3.16 ChIP-Seqencing | 第52-53页 |
| 2.3.17 体外组织工程肌腱的制备 | 第53页 |
| 2.3.18 克隆形成能力及鉴定 | 第53页 |
| 2.3.19 三系分化及鉴定 | 第53页 |
| 2.3.20 Alkaline Phosphatase(ALP)染色 | 第53-54页 |
| 2.3.21 ALP活性检测 | 第54页 |
| 2.3.22 油红-O染色 | 第54页 |
| 2.3.23 SO染色 | 第54页 |
| 2.3.24 结晶紫染色 | 第54页 |
| 2.3.25 透射电镜样本制备 | 第54-55页 |
| 2.3.26 其余方法同第一章 | 第55页 |
| 2.4 实验结果 | 第55-72页 |
| 2.4.1 Mkx,Scx,EGFP慢病毒载体构建 | 第55-56页 |
| 2.4.2 Mkx在小鼠间充质细胞中过表达 | 第56-57页 |
| 2.4.3 过表达Mkx对MSCs形态的影响 | 第57-58页 |
| 2.4.4 Mkx促进腱系相关基因的表达 | 第58-59页 |
| 2.4.5 外源Mkx的表达与Scx的表达具有相关性 | 第59-60页 |
| 2.4.6 Mkx促进肌腱干细胞中丢失表达的Scx恢复表达 | 第60-61页 |
| 2.4.7 Mkx结合在Tgfb2的启动子序列上 | 第61-62页 |
| 2.4.8 Mkx促进Tgfb1和Tgfb2的表达 | 第62-63页 |
| 2.4.9 TGFbeta 2促进Scx的表达 | 第63-64页 |
| 2.4.10 阻断TGFbeta信号途径,抑制了Sex的表达 | 第64-66页 |
| 2.4.11 Mkx和Sex在发育过程中的表达比较 | 第66-67页 |
| 2.4.12 Mkx和Sex对细胞形态的影响 | 第67页 |
| 2.4.13 Mkx和Sex对细胞增殖的影响 | 第67-68页 |
| 2.4.14 Mkx和Sex对间充质干细胞自我更新能力的影响 | 第68页 |
| 2.4.15 Mkx和Sex对间充质干细胞向脂肪系,骨系和软骨系分化的作用 | 第68-69页 |
| 2.4.16 Mkx和Sex对细胞片胶原纤维生长作用的比较 | 第69-71页 |
| 2.4.17 Mkx和Scx对细胞片腱系基因表达的作用的比较 | 第71-72页 |
| 2.5 讨论 | 第72-75页 |
| 3 第三章 MKX在肌腱再生中的作用研究 | 第75-86页 |
| 3.1 引言 | 第75页 |
| 3.2 实验试剂与仪器 | 第75-76页 |
| 3.2.1 材料和试剂 | 第75页 |
| 3.2.2 实验仪器及材料 | 第75页 |
| 3.2.3 实验动物 | 第75-76页 |
| 3.2.4 相关溶液的配制 | 第76页 |
| 3.3 实验方法 | 第76-80页 |
| 3.3.1 细胞片的培养 | 第76页 |
| 3.3.2 小鼠跟腱损伤模型 | 第76-77页 |
| 3.3.3 力学测试 | 第77页 |
| 3.3.4 组织学检测 | 第77-78页 |
| 3.3.5 胶原含量测定 | 第78-79页 |
| 3.3.6 肌腱组织学评分标准 | 第79-80页 |
| 3.4 实验结果 | 第80-84页 |
| 3.4.1 组织工程肌腱的DiI染色 | 第80页 |
| 3.4.2 跟腱缺损模型的构建及组织工程肌腱的移植 | 第80页 |
| 3.4.3 移入的组织工程肌腱的体内追踪 | 第80-81页 |
| 3.4.4 修复肌腱的组织学特征 | 第81-82页 |
| 3.4.5 修复肌腱的胶原含量 | 第82页 |
| 3.4.6 修复肌腱的胶原直径 | 第82-83页 |
| 3.4.7 修复肌腱的力学性能 | 第83-84页 |
| 3.5 讨论 | 第84-86页 |
| 4 第四章 仿生电纺羟基磷灰石-壳聚糖纳米纤维支架促进间充质干细胞向骨系分化的研究 | 第86-104页 |
| 4.1 引言 | 第86页 |
| 4.2 实验试剂与仪器 | 第86-87页 |
| 4.2.1 材料和试剂 | 第86-87页 |
| 4.2.2 实验仪器及材料 | 第87页 |
| 4.2.3 相关试剂的配制 | 第87页 |
| 4.3 实验方法 | 第87-90页 |
| 4.3.1 材料的制备 | 第87-88页 |
| 4.3.2 大鼠BMSCs的分离和培养 | 第88页 |
| 4.3.3 流式分析 | 第88-89页 |
| 4.3.4 扫描电镜样本制备 | 第89页 |
| 4.3.5 大鼠颅骨损伤模型 | 第89-90页 |
| 4.3.6 X光检测 | 第90页 |
| 4.4 实验结果 | 第90-101页 |
| 4.4.1 nCTS,nHAp/CTS,mHAp/CTS支架的形态 | 第90-91页 |
| 4.4.2 大鼠BMSCs的分离和鉴定 | 第91-92页 |
| 4.4.3 nHAp/CTS维持BMSCs的形态,促进BMSCs增殖 | 第92-93页 |
| 4.4.4 nHAp/CTS促进BMSCs向骨分化 | 第93-97页 |
| 4.4.5 nHAp/CTS复合BMSCs促进体内骨缺损修复 | 第97-101页 |
| 4.5 讨论 | 第101-104页 |
| 5. 总结 | 第104-107页 |
| 参考文献 | 第107-116页 |
| 综述 | 第116-139页 |
| 参考文献 | 第131-139页 |
| 作者简历 | 第139-141页 |
