| 致谢 | 第6-7页 |
| 摘要 | 第7-9页 |
| Abstract | 第9-10页 |
| 缩写 | 第11-20页 |
| 第一部分 CPS-B和CPS-C抗前列腺癌作用机制研究 | 第20-63页 |
| 第一章 CPS-B、CPS-C和简单细胞生物学现象简介 | 第21-36页 |
| 1.1 研究背景 | 第21-32页 |
| 1.1.1 CPS-B和CPS-C | 第21-24页 |
| 1.1.2 细胞凋亡 | 第24-27页 |
| 1.1.3 细胞DNA损伤 | 第27-29页 |
| 1.1.4 腺苷酸活化蛋白激酶(AMPK)级联反应通路和自噬 | 第29-31页 |
| 1.1.5 癌细胞转移 | 第31-32页 |
| 1.2 研究内容及意义 | 第32-36页 |
| 1.2.1 细胞存活率及平板克隆实验 | 第32页 |
| 1.2.2 光学显微镜观察细胞形变 | 第32页 |
| 1.2.3 吖啶橙/溴化乙啶双染色实验 | 第32-33页 |
| 1.2.4 透射电子显微镜观察细胞的凋亡小体 | 第33页 |
| 1.2.5 Annexin V-FITC/Propidine iodide (AV/PI)染色及流式细胞仪检测 | 第33页 |
| 1.2.6 前列腺癌细胞PC-3线粒体膜电位检测 | 第33-34页 |
| 1.2.7 前列腺癌细胞PC-3活性氧检测 | 第34页 |
| 1.2.8 激光扫描共聚焦显微镜 | 第34页 |
| 1.2.9 细胞粘附和转移 | 第34-35页 |
| 1.2.10 蛋白免疫印迹实验 | 第35-36页 |
| 第二章 CPS-B和CPS-C抗前列腺癌作用机制的研究 | 第36-63页 |
| 2.1 引言 | 第36-37页 |
| 2.2 实验材料与方法 | 第37-44页 |
| 2.2.1 实验材料及试剂 | 第37页 |
| 2.2.2 实验试剂配置 | 第37-38页 |
| 2.2.3 实验仪器 | 第38页 |
| 2.2.4 细胞培养 | 第38页 |
| 2.2.5 细胞存活率和增殖能力检测 | 第38-39页 |
| 2.2.6 光学显微镜观察细胞形变 | 第39页 |
| 2.2.7 吖啶橙/溴化乙啶(AO/EB)双染实验 | 第39页 |
| 2.2.8 透射电镜观察细胞的凋亡小体 | 第39页 |
| 2.2.9 流式细胞仪检测细胞死亡、细胞周期和细胞凋亡 | 第39-40页 |
| 2.2.10 高通量筛选法分析细胞线粒体膜电位 | 第40页 |
| 2.2.11 高通量筛选法和流式细胞术分析细胞内活性氧水平 | 第40-41页 |
| 2.2.12 激光共聚焦显微镜观察细胞骨架结构 | 第41页 |
| 2.2.13 癌细胞粘附实验 | 第41页 |
| 2.2.14 癌细胞转移实验 | 第41页 |
| 2.2.15 蛋白免疫印记实验 | 第41-44页 |
| 2.2.16 CPS-B体内抗肿瘤实验 | 第44页 |
| 2.3 CPS-B抗前列腺癌实验结果与分析 | 第44-53页 |
| 2.3.1 CPS-B抑制了前列腺癌细胞的增殖并诱导细胞死亡 | 第44-47页 |
| 2.3.2 CPS-B诱导PC-3细胞产生DNA损伤和细胞凋亡 | 第47-48页 |
| 2.3.3 CPS-B诱导PC-3细胞产生活性氧并通过AMPK途径引起细胞自噬 | 第48-49页 |
| 2.3.4 CPS-B破坏了PC-3细胞骨架结构 | 第49-50页 |
| 2.3.5 CPS-B抑制了PC-3细胞的粘附和转移能力 | 第50-52页 |
| 2.3.6 CPS-B介导的细胞自噬抑制了细胞转移 | 第52页 |
| 2.3.7 CPS-B在体内有效地抑制了肿瘤的生长 | 第52-53页 |
| 2.4 CPS-C抗前列腺癌实验结果与分析 | 第53-60页 |
| 2.4.1 CPS-C引起了前列腺癌细胞的形变和死亡 | 第53-56页 |
| 2.4.2 CPS-C引起了PC-3细胞的凋亡 | 第56-58页 |
| 2.4.3 CPS-C引起PC-3细胞线粒体膜电位下降和活性氧上升 | 第58页 |
| 2.4.4 CPS-C影响了凋亡相关蛋白的表达 | 第58-60页 |
| 2.5 本章小结 | 第60-63页 |
| 第二部分 EM340抗乳腺癌作用机制研究 | 第63-109页 |
| 第三章 乳腺癌与Hippo信号通路 | 第64-81页 |
| 3.1 乳腺癌 | 第64-70页 |
| 3.2 Hippo信号通路 | 第70-75页 |
| 3.2.1 LATS1激酶 | 第72-73页 |
| 3.2.2 癌基因YAP | 第73页 |
| 3.2.3 β-TRCP—泛素化连接酶E3 | 第73-74页 |
| 3.2.4 结缔组织生长因子和富含半胱氨酸的血管生成诱导因子61 | 第74-75页 |
| 3.2.5 干细胞相关因子Oct3/4,Sox2和Nanog | 第75页 |
| 3.3 研究内容与意义 | 第75-81页 |
| 3.3.1 Mammosphere实验 | 第75-76页 |
| 3.3.2 报告基因试验(reporter gene assay) | 第76-77页 |
| 3.3.3 蛋白质免疫印迹实验 | 第77页 |
| 3.3.4 激光扫描共聚焦显微镜 | 第77页 |
| 3.3.5 聚合酶链式反应(PCR) | 第77页 |
| 3.3.6 基因沉寂法 | 第77-78页 |
| 3.3.7 野生型和突变型YAP及△F-β-TRCP质粒过表达 | 第78-79页 |
| 3.3.8 LATS1激酶活性实验 | 第79-81页 |
| 第四章 EM340通过Hippo信号通路及其下游转录因子引起乳腺癌细胞的死亡 | 第81-109页 |
| 4.1 引言 | 第81-82页 |
| 4.2 实验材料与方法 | 第82-94页 |
| 4.2.1 实验试剂与材料 | 第82-83页 |
| 4.2.2 试剂配置 | 第83-86页 |
| 4.2.3 实验仪器 | 第86页 |
| 4.2.4 引物序列 | 第86-87页 |
| 4.2.5 实验动物 | 第87页 |
| 4.2.6 YAP报告基因实验步骤分析 | 第87页 |
| 4.2.7 MTT实验分析EM340对乳腺癌细胞存活率的作用 | 第87-88页 |
| 4.2.8 Mammosphere实验步骤 | 第88页 |
| 4.2.9 激光共聚焦实验步骤 | 第88页 |
| 4.2.10 细胞RNA提取步骤 | 第88-89页 |
| 4.2.11 反转录,扩增及凝胶电泳 | 第89-90页 |
| 4.2.12 荧光定量实时PCR (qRT-PCR) | 第90-91页 |
| 4.2.13 细胞蛋白提取 | 第91-92页 |
| 4.2.14 蛋白免疫印记实验 | 第92-93页 |
| 4.2.15 细胞内基因过表达和基因沉默 | 第93页 |
| 4.2.16 LATS1激酶活性实验 | 第93-94页 |
| 4.2.17 EM340体内毒性测试 | 第94页 |
| 4.3 实验结果与分析 | 第94-107页 |
| 4.3.1 EM340有效抑制了SUM-159细胞YAP基因的表达 | 第94页 |
| 4.3.2 EM340抑制了YAP高表达乳腺癌细胞株的生长和增殖 | 第94-95页 |
| 4.3.3 EM340有效抑制了SUM-159细胞Mammoshpere的形成 | 第95-96页 |
| 4.3.4 EM340抑制了YAP蛋白的表达 | 第96-97页 |
| 4.3.5 EM340抑制了YAP的核转位功能 | 第97-98页 |
| 4.3.6 EM340剂量依赖和时间依赖性激活了Hippo信号通路上的信号蛋白 | 第98-100页 |
| 4.3.7 EM340通过激活LATS1激酶从而引起下游蛋白信号的变化 | 第100-101页 |
| 4.3.8 EM340是LATS1激酶的激活剂 | 第101-102页 |
| 4.3.9 过表达野生型和突变型的YAP质粒验证了EM340诱导YAP蛋白的降解 | 第102页 |
| 4.3.10 EM340通过β-TRCP介导的泛素化诱导YAP降解 | 第102-105页 |
| 4.3.11 EM340下调了乳腺癌SUM-159细胞中YAP下游的转录因子Cyr61和CTGF的表达 | 第105页 |
| 4.3.12 EM340影响了干细胞相关基因的表达 | 第105-106页 |
| 4.3.13 EM340在体内对裸鼠无毒性作用 | 第106-107页 |
| 4.4 本章小结 | 第107-109页 |
| 第三部分 桑叶Diels-Alder型化合物CMR抗肿瘤作用研究 | 第109-142页 |
| 第五章 桑叶Diels-Alder型化合物和类凋亡简介 | 第110-121页 |
| 5.1 桑叶Diels-Alder型加合物 | 第110-114页 |
| 5.1.1 桑属中Diels-Alder加合物的研究概况 | 第110-113页 |
| 5.1.2 桑属D-A化合物及其类似物的生物活性研究概况 | 第113-114页 |
| 5.2 类凋亡简介 | 第114-119页 |
| 5.2.1 类凋亡 | 第114-116页 |
| 5.2.2 类凋亡的研究现状 | 第116-117页 |
| 5.2.3 抗肿瘤药物诱导类凋亡的研究 | 第117-118页 |
| 5.2.4 类凋亡在生物进化中的保守性 | 第118页 |
| 5.2.5 类凋亡的检测方法 | 第118-119页 |
| 5.3 研究内容与意义 | 第119-121页 |
| 5.3.1 CMR在体外体内对前列腺癌和乳腺癌细胞的抗肿瘤作用 | 第119-121页 |
| 第六章 CMR抗前列腺癌和乳腺癌的作用机制研究 | 第121-137页 |
| 6.1 引言 | 第121页 |
| 6.2 实验材料与方法 | 第121-124页 |
| 6.2.1 细胞培养 | 第121页 |
| 6.2.2 抗体、染料和化学试剂 | 第121-122页 |
| 6.2.3 细胞存活率实验 | 第122页 |
| 6.2.4 瞬时转染 | 第122页 |
| 6.2.5 蛋白免疫印迹实验 | 第122-123页 |
| 6.2.6 共聚焦显微镜成像 | 第123页 |
| 6.2.7 流式细胞仪检测细胞周期 | 第123页 |
| 6.2.8 胞浆内游离钙成像 | 第123页 |
| 6.2.9 线粒体膜电位检测 | 第123-124页 |
| 6.2.10 活性氧检测 | 第124页 |
| 6.2.11 Calpain活性测定 | 第124页 |
| 6.2.12 动物实验 | 第124页 |
| 6.3 实验结果与分析 | 第124-135页 |
| 6.3.1 CMR引起了MDA-MB-231和PC-3细胞质空泡并诱导细胞非凋亡性死亡 | 第124-125页 |
| 6.3.2 CMR诱导细胞产生内质网应激,LC3-Ⅱ、泛素化蛋白积累,最终导致线粒体自噬 | 第125-128页 |
| 6.3.3 PINK1在CMR介导的细胞质空泡中扮演着重要角色 | 第128-129页 |
| 6.3.4 CMR促进了细胞蛋白质的合成,进而导致了细胞质空泡的产生 | 第129-131页 |
| 6.3.5 CMR介导细胞产生了活性氧,破坏了线粒体膜电位和钙离子平衡 | 第131页 |
| 6.3.6 MAPK家族蛋白参与了CMR介导的类凋亡 | 第131-134页 |
| 6.3.7 CMR在体内抑制了肿瘤的生长 | 第134-135页 |
| 6.4 本章小结 | 第135-137页 |
| 第七章 总结与展望 | 第137-142页 |
| 7.1 总结 | 第137-140页 |
| 7.2 展望 | 第140-142页 |
| 参考文献 | 第142-161页 |
| 附录 | 第161-168页 |
| 作者简介 | 第168-169页 |
