| 摘要 | 第7-10页 |
| ABSTRACT | 第10-13页 |
| 缩写名词表 | 第14-15页 |
| 1 前言 | 第15-32页 |
| 1.1 植物的非生物逆境应答 | 第15-16页 |
| 1.2 植物small RNA的种类，形成和功能 | 第16-19页 |
| 1.2.1 植物small RNA的种类和合成 | 第16-18页 |
| 1.2.2 植物microRNA的功能 | 第18-19页 |
| 1.3 植物转座子的分类与功能 | 第19-25页 |
| 1.3.1 植物转座子的分类 | 第19-20页 |
| 1.3.2 植物转座子功能 | 第20-25页 |
| 1.3.2.1 转座子与基因组大小 | 第20-21页 |
| 1.3.2.2 植物基因组重排和转座子 | 第21-22页 |
| 1.3.2.3 基因组结构与转座子的其他功能 | 第22页 |
| 1.3.2.4 基因结构变异与转座子 | 第22页 |
| 1.3.2.5 基因移动与转座子 | 第22页 |
| 1.3.2.6 基因产生与转座子 | 第22-23页 |
| 1.3.2.7 假基因产生与转座子 | 第23页 |
| 1.3.2.8 基因调控与转座子 | 第23-24页 |
| 1.3.2.9 表观基因组修饰和转座子 | 第24-25页 |
| 1.4 水稻微小反向重复序列（MITEs）的研究进展 | 第25-28页 |
| 1.5 mRNA 3' UTR调控基因的研究进展 | 第28-31页 |
| 1.5.1 3'-UTR的生物学功能 | 第28-30页 |
| 1.5.1.1 3'-UTR调控mRNA稳定 | 第28-29页 |
| 1.5.1.2 3'-UTR调控mRNA亚细胞定位 | 第29页 |
| 1.5.1.3 3'-UTR调控翻译 | 第29-30页 |
| 1.5.2 基因 3'-UTR的演化 | 第30-31页 |
| 1.6 本研究的目的和意义 | 第31-32页 |
| 2 材料与方法 | 第32-44页 |
| 2.1 实验材料 | 第32-34页 |
| 2.1.1 水稻材料 | 第32-33页 |
| 2.1.2 菌株与载体 | 第33-34页 |
| 2.2 实验方法 | 第34-44页 |
| 2.2.1 水稻small RNA的快速筛选 | 第34页 |
| 2.2.2 水稻非生物胁迫处理 | 第34页 |
| 2.2.3 水稻RNA抽提和质量控制 | 第34-35页 |
| 2.2.4 RNA表达分析 | 第35-37页 |
| 2.2.4.1 RNA反转录和质量控制 | 第35页 |
| 2.2.4.2 Real-time qPCR（RT qPCR） | 第35页 |
| 2.2.4.3 One-tube Stem-loop Reverse transcription q PCR（ST-RT q PCR） | 第35-36页 |
| 2.2.4.4 Small RNA northern | 第36页 |
| 2.2.4.5 RNA ligase-mediated rapid amplification of 5’ and 3’ cDNA ends（RLM-RACE） | 第36-37页 |
| 2.2.5 蛋白质检测 | 第37-39页 |
| 2.2.5.1 Western blot | 第37-38页 |
| 2.2.5.2 Dual-Luciferase? report assay | 第38-39页 |
| 2.2.6 载体构建 | 第39-42页 |
| 2.2.6.1 超表达载体构建 | 第39-40页 |
| 2.2.6.2 artificial siRNA载体构建 | 第40页 |
| 2.2.6.3 CRISPR载体构建 | 第40页 |
| 2.2.6.43' UTR功能分析载体 | 第40-42页 |
| 2.2.7 水稻转化 | 第42-43页 |
| 2.2.7.1 农杆菌介导的稳定转化 | 第42-43页 |
| 2.2.7.2 水稻原生质体分离与转化 | 第43页 |
| 2.2.8 生物信息学分析 | 第43-44页 |
| 2.2.9 水稻表型鉴定 | 第44页 |
| 3 结果与分析 | 第44-90页 |
| 3.1 水稻逆境应答microRNA筛选 | 第44-55页 |
| 3.1.1 ST-RT qPCR体系的建立 | 第44-49页 |
| 3.1.1.1 ST-RT qPCR在microRNA定量中的应用 | 第44-47页 |
| 3.1.1.2 ST-RT qPCR检测水稻幼苗中microRNA | 第47-49页 |
| 3.1.2 水稻microRNA逆境表达谱分析 | 第49-54页 |
| 3.1.3 逆境应答microRNA的上下游分析 | 第54-55页 |
| 3.1.3.1 逆境应答microRNA的靶基因预测 | 第54页 |
| 3.1.3.2 逆境应答microRNA可能受逆境相关转录因子调节 | 第54-55页 |
| 3.2 MITE介导水稻Ghd2的翻译调控 | 第55-90页 |
| 3.2.1 水稻Ghd2的相关载体构建，遗传转化及检测 | 第55-56页 |
| 3.2.2 Ghd2的翻译调控研究 | 第56-57页 |
| 3.2.3 Ghd23'-UTR调控Ghd2翻译 | 第57-64页 |
| 3.2.3.1 Ghd2基因全长和CDS超表达家系的表型差异 | 第57-59页 |
| 3.2.3.2 3'-UTR中的MITE可能调控Ghd2 | 第59-60页 |
| 3.2.3.3 Ghd2的翻译受其 3' UTR调控 | 第60-63页 |
| 3.2.3.4 MITE介导的翻译调控分析 | 第63-64页 |
| 3.2.4 Ghd23'-UTR中的MITE在水稻中抑制Ghd2翻译 | 第64-72页 |
| 3.2.4.1 Ghd23'-UTR缺失MITE的水稻材料搜集 | 第64-65页 |
| 3.2.4.2 切除MITE的CRISPR水稻材料创制 | 第65-69页 |
| 3.2.4.3 MITE切除的CRISPR家系DNA甲基化检测 | 第69-71页 |
| 3.2.4.4 MITE切除的CRISPR家系的H3K9二甲基化修饰分析 | 第71-72页 |
| 3.2.5 Ghd2基因功能的验证 | 第72-76页 |
| 3.2.5.1 Ghd2敲除水稻材料的构建与表型考察 | 第72-74页 |
| 3.2.5.2 Ghd2基因时空表达模式 | 第74-76页 |
| 3.2.6 MITE介导的翻译抑制与siRNA的关系 | 第76-78页 |
| 3.2.7 MITE介导的翻译抑制依赖于OsDCL3a | 第78-87页 |
| 3.2.7.1 Ghd23' UTR中的切割位点 | 第78-80页 |
| 3.2.7.2 Ghd23'-UTR中切割位点对翻译抑制的影响 | 第80-81页 |
| 3.2.7.3 OsDCL3a能识别并加工形成该siRNA | 第81-83页 |
| 3.2.7.4 MITE介导的翻译抑制依赖OsDCL3a | 第83-87页 |
| 3.2.8 MITE介导的翻译抑制的广泛性 | 第87-90页 |
| 4 讨论 | 第90-96页 |
| 4.1 One-step real time PCR定量mi RNA丰度探讨 | 第90-92页 |
| 4.1.1 One-step real time PCR方法探讨 | 第90页 |
| 4.1.2 逆境应答miRNA功能初探 | 第90-92页 |
| 4.2 MITE介导的翻译抑制的探讨 | 第92-96页 |
| 4.2.1 MITE抑制Ghd2翻译的探讨 | 第92-93页 |
| 4.2.2 OsDCL3a在翻译抑制中的功能探讨 | 第93-94页 |
| 4.2.3 MITE介导Ghd2翻译抑制的演化意义 | 第94-95页 |
| 4.2.4 未来研究方向 | 第95-96页 |
| 参考文献 | 第96-115页 |
| 致谢 | 第115-117页 |
| 附录 | 第117-143页 |
| 附录I 引物列表 | 第117-124页 |
| 附录II 逆境应答microRNA表达谱、靶基因及顺式元件分析 | 第124-133页 |
| 附录III 部分实验的操作步骤 | 第133-141页 |
| 附录IV 作者简历 | 第141-143页 |
