| 中文摘要 | 第5-11页 |
| abstract | 第11-18页 |
| 第1章 绪论 | 第27-55页 |
| 1.1 引言 | 第27-30页 |
| 1.2 文献综述1：GRIM-19及其相关蛋白与肿瘤的相关性 | 第30-39页 |
| 1.2.1 GRIM-19的结构和功能 | 第30-31页 |
| 1.2.2 肿瘤组织中存在GRIM-19基因突变或表达下降 | 第31-33页 |
| 1.2.3 GRIM-19相关蛋白在肿瘤发生中的作用 | 第33-38页 |
| 1.2.4 GRIM-19的应用前景 | 第38-39页 |
| 1.3 文献综述2：细胞穿透肽在肿瘤治疗中的应用 | 第39-55页 |
| 1.3.1 CPP的分类 | 第40-41页 |
| 1.3.2 CPP的穿膜机制 | 第41-43页 |
| 1.3.3 CPP介导的药物递送 | 第43页 |
| 1.3.4 CPP在肿瘤治疗中的应用 | 第43-45页 |
| 1.3.5 基于增强滞留效应（EPR）增强CPP的靶向及穿透能力 | 第45-46页 |
| 1.3.6 基于温度控制提高CPP的靶向及递送能力 | 第46-47页 |
| 1.3.7 双功能靶向肽-穿透肽偶联物 | 第47-49页 |
| 1.3.8 细胞穿透归巢肽 | 第49页 |
| 1.3.9 可活化细胞穿透肽（activatable cell-penetrating peptides，ACPP） | 第49-52页 |
| 1.3.10 CPP的临床应用 | 第52-55页 |
| 第2章 GRIM-19、p-STAT3、p-Akt在结肠癌组织和结肠癌细胞株中的表达及意义 | 第55-89页 |
| 2.1 材料与方法 | 第56-68页 |
| 2.1.1 实验材料 | 第56-61页 |
| 2.1.2 实验方法 | 第61-68页 |
| 2.2 实验结果 | 第68-74页 |
| 2.2.1 免疫组化检测GRIM-19、p-STAT3、p-Akt蛋白的表达水平 | 第68-70页 |
| 2.2.2 Westernblot检测GRIM-19、p-STAT3、p-Akt蛋白的表达水平 | 第70-71页 |
| 2.2.3 RT-PCR检测GRIM-19、p-STAT3、p-AktmRNA的表达水平 | 第71-72页 |
| 2.2.4 结肠癌组织中GRIM-19、p-STAT3、p-Akt蛋白(Westernblot)的表达水平与临床病理特征的关系 | 第72-73页 |
| 2.2.5 RT-PCR检测结肠癌细胞Colo205及结肠上皮细胞HCEpic中GRIM-19、p-STAT3、p-AktmRNA的表达 | 第73-74页 |
| 2.3 讨论 | 第74-88页 |
| 2.4 小结 | 第88-89页 |
| 第3章 重组iNGR-GRIM-19融合蛋白的表达及纯化 | 第89-123页 |
| 3.1 材料与方法 | 第89-102页 |
| 3.1.1 实验材料 | 第89-93页 |
| 3.1.2 实验流程图 | 第93-94页 |
| 3.1.3 实验方法 | 第94-102页 |
| 3.2 实验结果 | 第102-114页 |
| 3.2.1 GRIM-19和iNGR-GRIM-19基因序列的PCR扩增结果 | 第102-103页 |
| 3.2.2 pET32a-GRIM-19和pET32a-iNGR-GRIM-19原核表达载体的构建及鉴定结果 | 第103-105页 |
| 3.2.3 融合蛋白的诱导表达 | 第105-106页 |
| 3.2.4 融合蛋白的可溶性分析 | 第106-107页 |
| 3.2.5 融合蛋白原核表达诱导条件的优化 | 第107-110页 |
| 3.2.6 包涵体的提取洗涤和目的蛋白的层析纯化 | 第110-112页 |
| 3.2.7 纯化后融合蛋白的复性与浓度测定 | 第112-114页 |
| 3.2.8 融合蛋白的Westernblot鉴定 | 第114页 |
| 3.3 讨论 | 第114-121页 |
| 3.4 小结 | 第121-123页 |
| 第4章 重组iNGR-GRIM-19融合蛋白体外抗结肠癌效应及其机制 | 第123-161页 |
| 4.1 材料与方法 | 第123-137页 |
| 4.1.1 实验材料 | 第123-127页 |
| 4.1.2 实验方法 | 第127-137页 |
| 4.2 实验结果 | 第137-151页 |
| 4.2.1 荧光显微镜检测iNGR-GRIM-19的跨膜效应 | 第137-138页 |
| 4.2.2 激光共聚焦显微镜检测iNGR-GRIM-19在Colo205细胞中的定位 | 第138页 |
| 4.2.3 Westernblot检测iNGR-GRIM-19的跨膜效应 | 第138-139页 |
| 4.2.4 iNGR-GRIM-19对结肠癌细胞Colo205增殖的影响 | 第139-140页 |
| 4.2.5 倒置显微镜观察细胞形态 | 第140-141页 |
| 4.2.6 透射电镜观察细胞的超微结构 | 第141页 |
| 4.2.7 iNGR-GRIM-19对细胞集落形成的影响 | 第141-142页 |
| 4.2.8 iNGR-GRIM-19对结肠癌细胞Colo205细胞周期的影响 | 第142-143页 |
| 4.2.9 流式细胞术检测iNGR-GRIM-19对结肠癌细胞Colo205凋亡的影响 | 第143-144页 |
| 4.2.10 TUNEL检测iNGR-GRIM-19对结肠癌细胞Colo205凋亡的影响 | 第144-145页 |
| 4.2.11 Hoechst染色检测iNGR-GRIM-19对Colo205细胞核形态的影响 | 第145-146页 |
| 4.2.12 iNGR-GRIM-19对结肠癌细胞Colo205迁移能力的影响 | 第146-147页 |
| 4.2.13 iNGR-GRIM-19对结肠癌细胞Colo205侵袭的影响 | 第147-148页 |
| 4.2.14 iNGR-GRIM-19对结肠癌细胞Colo205增殖、凋亡、侵袭相关蛋白mRNA的影响 | 第148-150页 |
| 4.2.15 iNGR-GRIM-19对结肠癌细胞Colo205增殖、凋亡、侵袭相关蛋白的影响 | 第150-151页 |
| 4.3 讨论 | 第151-160页 |
| 4.4 小结 | 第160-161页 |
| 第5章 重组iNGR-GRIM-19融合蛋白在裸鼠体内的抗结肠癌效应 | 第161-187页 |
| 5.1 材料与方法 | 第161-169页 |
| 5.1.1 实验材料 | 第161-165页 |
| 5.1.2 实验方法 | 第165-169页 |
| 5.2 实验结果 | 第169-182页 |
| 5.2.1 融合蛋白的活体荧光定位 | 第169-170页 |
| 5.2.2 融合蛋白的组织切片荧光定位 | 第170-171页 |
| 5.2.3 iNGR-GRIM-19对Colo205移植瘤生长的抑制作用 | 第171-173页 |
| 5.2.4 各组小鼠生存分析 | 第173-174页 |
| 5.2.5 病理组织学观察 | 第174-175页 |
| 5.2.6 电镜观察裸鼠肿瘤组织的超微结构 | 第175-176页 |
| 5.2.7 TUNEL染色检测结肠癌移植瘤细胞凋亡 | 第176-177页 |
| 5.2.8 iNGR-GRIM-19对结肠癌移植瘤细胞凋亡的影响 | 第177页 |
| 5.2.9 iNGR-GRIM-19对结肠癌移植瘤细胞周期的影响 | 第177-178页 |
| 5.2.10 iNGR-GRIM-19对结肠癌移植瘤细胞增殖、凋亡、侵袭相关蛋白mRNA的影响 | 第178-180页 |
| 5.2.11 iNGR-GRIM-19对结肠癌移植瘤细胞增殖、凋亡、侵袭相关蛋白的影响 | 第180-182页 |
| 5.2.12 iNGR-GRIM-19对荷瘤裸鼠血常规及肝肾功能的影响 | 第182页 |
| 5.3 讨论 | 第182-185页 |
| 5.4 小结 | 第185-187页 |
| 第6章 重组iNGR-GRIM-19融合蛋白的安全性及药代动力学研究 | 第187-197页 |
| 6.1 材料与方法 | 第187-190页 |
| 6.1.1 实验材料 | 第187页 |
| 6.1.2 实验方法 | 第187-190页 |
| 6.2 实验结果 | 第190-194页 |
| 6.2.1 豚鼠过敏实验 | 第190页 |
| 6.2.2 热原实验 | 第190页 |
| 6.2.3 肌肉刺激实验 | 第190-191页 |
| 6.2.4 iNGR-GRIM-19融合蛋白对小鼠脏器指数的影响 | 第191页 |
| 6.2.5 iNGR-GRIM-19融合蛋白对小鼠免疫细胞的影响 | 第191-192页 |
| 6.2.6 最大耐受量实验分析 | 第192-193页 |
| 6.2.7 iNGR-GRIM-19在体内的药代动力学分布 | 第193-194页 |
| 6.3 讨论 | 第194-196页 |
| 6.4 小结 | 第196-197页 |
| 第7章 结论 | 第197-199页 |
| 参考文献 | 第199-227页 |
| 作者简介及在学期间所取得的科研成果 | 第227-229页 |
| 致谢 | 第229页 |
