| 致谢 | 第4-9页 |
| 摘要 | 第9-11页 |
| 中英文缩略表 | 第11-12页 |
| 第一章 文献综述 | 第12-32页 |
| 1.1 宠物代谢性疾病发病机制及研究进展 | 第12-15页 |
| 1.1.1 宠物代谢性疾病发病原因 | 第12页 |
| 1.1.2 宠物肥胖及治疗措施 | 第12-14页 |
| 1.1.3 宠物糖尿病相关研究进展 | 第14页 |
| 1.1.4 宠物瘦素相关研究进展 | 第14-15页 |
| 1.2 家畜营养代谢性疾病发病机制及研究进展 | 第15-17页 |
| 1.2.1 家畜营养代谢性疾病及其特点 | 第15-16页 |
| 1.2.2 家畜营养代谢性疾病的发病原因 | 第16-17页 |
| 1.2.3 家畜营养代谢性疾病的调控作用 | 第17页 |
| 1.3 瘦素概述及其调控 | 第17-27页 |
| 1.3.1 瘦素的发现 | 第17-18页 |
| 1.3.2 瘦素的结构 | 第18页 |
| 1.3.3 瘦素的合成调控 | 第18-19页 |
| 1.3.4 瘦素的功能 | 第19-20页 |
| 1.3.5 瘦素的受体 | 第20-21页 |
| 1.3.6 瘦素的信号通路 | 第21-25页 |
| 1.3.6.1 JAK-STAT信号通路 | 第22-23页 |
| 1.3.6.2 PI3K-Akt-FoxO1信号通路 | 第23-24页 |
| 1.3.6.3 SHP2-ERK信号通路 | 第24页 |
| 1.3.6.4 mTOR信号通路 | 第24-25页 |
| 1.3.7 瘦素抵抗 | 第25-27页 |
| 1.3.7.1 瘦素转运受阻导致的瘦素抵抗 | 第25页 |
| 1.3.7.2 瘦素受体缺陷导致的瘦素抵抗 | 第25-26页 |
| 1.3.7.3 瘦素信号通路受阻导致的瘦素抵抗 | 第26-27页 |
| 1.4 STAT3蛋白概述及生物学功能 | 第27-28页 |
| 1.4.1 STAT3的结构与功能 | 第27-28页 |
| 1.4.2 STAT3与能量平衡 | 第28页 |
| 1.5 POMC基因概述及生物学功能 | 第28-30页 |
| 1.5.1 POMC的发现 | 第28-29页 |
| 1.5.2 POMC与肥胖 | 第29页 |
| 1.5.3 POMC与能量平衡 | 第29-30页 |
| 1.5.4 POMC的表达调控 | 第30页 |
| 1.6 本研究的目的与意义 | 第30-32页 |
| 第二章 瘦素刺激下POMC转录活性以及STAT3的磷酸化水平研究 | 第32-48页 |
| 引言 | 第32页 |
| 2.1 材料与方法 | 第32-39页 |
| 2.1.1 菌株、细胞、质粒 | 第32页 |
| 2.1.2 培养基、试剂、抗体 | 第32-33页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第33页 |
| 2.1.4 培养基与溶液配置 | 第33-34页 |
| 2.1.5 实验方法 | 第34-39页 |
| 2.1.5.1 转染用质粒的准备 | 第34-35页 |
| 2.1.5.2 细胞培养、质粒转染与药物刺激 | 第35-36页 |
| 2.1.5.3 启动子活性检测 | 第36-37页 |
| 2.1.5.4 BCA法测定蛋白浓度 | 第37-38页 |
| 2.1.5.5 WesternBlot | 第38-39页 |
| 2.1.5.6 数据处理 | 第39页 |
| 2.2 结果与分析 | 第39-46页 |
| 2.2.1 细胞培养与转染效果 | 第39-40页 |
| 2.2.2 POMC的转录激活不能缺少STAT3 | 第40-41页 |
| 2.2.3 SOCS3的抑制作用 | 第41-42页 |
| 2.2.4 FoxO1的抑制作用 | 第42页 |
| 2.2.5 FoxO1突变体FoxO1ΔDBD的促进作用 | 第42-43页 |
| 2.2.6 POMC启动子上FoxO1结合位点的缺失 | 第43-44页 |
| 2.2.7 STAT3的磷酸化水平差异 | 第44-45页 |
| 2.2.8 S3I-201降低STAT3的磷酸化水平 | 第45-46页 |
| 2.3 结论与讨论 | 第46-48页 |
| 2.3.1 结论 | 第46-47页 |
| 2.3.2 讨论 | 第47-48页 |
| 第三章 FoxO1ΔDBD的表达对动物能量代谢的影响 | 第48-77页 |
| 引言 | 第48页 |
| 3.1 材料与方法 | 第48-58页 |
| 3.1.1 实验动物 | 第48-49页 |
| 3.1.2 试剂与耗材 | 第49页 |
| 3.1.3 实验仪器 | 第49页 |
| 3.1.4 溶液配制 | 第49-50页 |
| 3.1.5 试验方法 | 第50-58页 |
| 3.1.5.1 基因型鉴定 | 第50-52页 |
| 3.1.5.2 表达鉴定 | 第52-55页 |
| 3.1.5.3 动物表型检测 | 第55-57页 |
| 3.1.5.4 下丘脑STAT3磷酸化差异检测 | 第57-58页 |
| 3.1.4.5 小鼠棕色脂肪中UCP1转录差异检测 | 第58页 |
| 3.1.5.6 冷刺激实验 | 第58页 |
| 3.1.5.7 数据处理 | 第58页 |
| 3.2 结果与分析 | 第58-73页 |
| 3.2.1 转基因小鼠基因型鉴定 | 第58-60页 |
| 3.2.2 转基因小鼠下丘脑中目的基因的转录 | 第60页 |
| 3.2.3 转基因小鼠下丘脑中目的基因的表达 | 第60-62页 |
| 3.2.4 转基因小鼠表型分析 | 第62-69页 |
| 3.2.4.1 转基因小鼠的体重与采食量监测 | 第62-64页 |
| 3.2.4.2 饲喂高脂食物对转基因小鼠的影响 | 第64-65页 |
| 3.2.4.3 转基因小鼠的葡萄糖耐受性实验 | 第65-66页 |
| 3.2.4.4 转基因小鼠胰岛素耐受性实验 | 第66-67页 |
| 3.2.4.5 抑制食欲关键基因POMC的转录差异检测 | 第67页 |
| 3.2.4.6 转基因小鼠代谢笼检测 | 第67-69页 |
| 3.2.5 转基因小鼠的体长、体脂含量 | 第69页 |
| 3.2.6 转基因小鼠血浆α-MSH含量检测 | 第69-70页 |
| 3.2.7 下丘脑STAT3磷酸化水平差异 | 第70-71页 |
| 3.2.8 转基因小鼠的棕色脂肪UCP1转录差异 | 第71-72页 |
| 3.2.9 转基因小鼠的体温差异 | 第72-73页 |
| 3.3 结论与讨论 | 第73-77页 |
| 3.3.1 结论 | 第73-74页 |
| 3.3.2 讨论 | 第74-77页 |
| 第四章 药物脑室注对STAT3磷酸化水平差异的影响 | 第77-85页 |
| 引言 | 第77页 |
| 4.1 材料与方法 | 第77-79页 |
| 4.1.1 实验动物 | 第77页 |
| 4.1.2 试剂与耗材 | 第77-78页 |
| 4.1.3 实验仪器 | 第78页 |
| 4.1.4 试验方法 | 第78-79页 |
| 4.1.4.1 药物剂量梯度实验 | 第78页 |
| 4.1.4.2 药物注射后小鼠体重变化与采食量检测 | 第78-79页 |
| 4.1.4.3 药物注射后小鼠下丘脑POMC转录差异检测 | 第79页 |
| 4.1.4.4 数据处理 | 第79页 |
| 4.2 结果与分析 | 第79-83页 |
| 4.2.0 蛋白浓度的测定及质量检测 | 第79页 |
| 4.2.1 药品剂量选择 | 第79-80页 |
| 4.2.2 药物注射对体重变化与采食量的影响 | 第80-82页 |
| 4.2.3 药物注射后小鼠下丘脑POMC转录差异 | 第82-83页 |
| 4.3 结论与讨论 | 第83-85页 |
| 4.3.1 结论 | 第83页 |
| 4.3.2 讨论 | 第83-85页 |
| 第五章 结论与创新点 | 第85-86页 |
| 5.1 结论 | 第85页 |
| 5.2 创新点 | 第85-86页 |
| 参考文献 | 第86-103页 |
| ABSTRACT | 第103-105页 |
