| 缩略词表 | 第8-10页 |
| 中文摘要 | 第10-12页 |
| ABSTRACT | 第12-13页 |
| 1. 前言 | 第14-45页 |
| 1.1 植物先天免疫系统 | 第15-23页 |
| 1.1.1 植物病原物中的PAMPs/MAMPs | 第16-17页 |
| 1.1.2 植物的PRRs和对PAMPs/MAMPs的识别 | 第17-19页 |
| 1.1.3 PTI反应中的信号转导与调节 | 第19-20页 |
| 1.1.4 PTI反应中的负向调控因子 | 第20-22页 |
| 1.1.5 病原菌对植物PTI反应的抑制 | 第22-23页 |
| 1.2 植物后天免疫系统 | 第23-27页 |
| 1.2.1 系统获得性抗性(SAR) | 第23-24页 |
| 1.2.2 SAR中的信号传递 | 第24-26页 |
| 1.2.3 SAR中的MAPK信号级联 | 第26-27页 |
| 1.2.4 SAR与ISR | 第27页 |
| 1.3 植物中MAPK类基因功能研究进展 | 第27-38页 |
| 1.3.1 植物中MAPK信号级联的组成 | 第28-29页 |
| 1.3.2 MAPK信号级联在植物生理活动中的作用 | 第29-36页 |
| 1.3.2.1 MAPK信号级联在非生物胁迫中的作用 | 第30-32页 |
| 1.3.2.2 MAPK信号级联在生物胁迫的作用 | 第32-35页 |
| 1.3.2.3 MAPK信号级联在生长发育中的作用 | 第35-36页 |
| 1.3.3 MAPK信号级联与激素的关系 | 第36-38页 |
| 1.4 植物类病斑突变体研究进展 | 第38-43页 |
| 1.4.1 植物体类病斑突变体的分类 | 第39-41页 |
| 1.4.1.1 起始型类病斑突变体研究进展 | 第40页 |
| 1.4.1.2 反馈型类病斑突变体研究进展 | 第40-41页 |
| 1.4.2 植物体类病斑突变体与植物激素的关系 | 第41-43页 |
| 1.4.2.1 SA在类病斑突变体中的作用 | 第41-42页 |
| 1.4.2.2 JA/ET在类病斑突变体中的作用 | 第42-43页 |
| 1.4.3 类病斑突变体与MAPK级联的关系 | 第43页 |
| 1.5 研究目的和意义 | 第43-45页 |
| 2. 材料与方法 | 第45-66页 |
| 2.1 水稻材料和来源 | 第45页 |
| 2.2 实验所用各种菌株以及病原物接种鉴定 | 第45-46页 |
| 2.3 基因的结构分析 | 第46-48页 |
| 2.3.1 OsMPK6基因的分离和突变体的获得 | 第46页 |
| 2.3.2 OsEDR1基因的分离和结构分析 | 第46-48页 |
| 2.4 OsMPK6载体构建和水稻遗传转化 | 第48-50页 |
| 2.4.1 OsMPK6原核表达载体构建 | 第48页 |
| 2.4.2 OsMPK6诱导启动子载体构建 | 第48页 |
| 2.4.3 OsMPK6-GR融合超量表达载体构建 | 第48-49页 |
| 2.4.4 OsMPK6酵母双杂交诱饵载体构建 | 第49页 |
| 2.4.5 Y2H-11、Y2H-17和Y2H-5超量表达载体构建 | 第49页 |
| 2.4.6 农杆菌介导的遗传转化 | 第49-50页 |
| 2.5 OsEDR1载体构建和水稻遗传转化 | 第50-54页 |
| 2.5.1 OsEDR1双链抑制RNAi载体构建 | 第50页 |
| 2.5.2 OsEDR1超量表达载体构建 | 第50-51页 |
| 2.5.3 OsEDR1诱导启动子载体构建 | 第51页 |
| 2.5.4 农杆菌介导的遗传转化 | 第51-54页 |
| 2.6 白叶枯病菌、稻瘟病菌和细条病菌接种和调查 | 第54-55页 |
| 2.6.1 水稻白叶枯病的接种和调查 | 第54页 |
| 2.6.2 水稻稻瘟病的接种和调查 | 第54页 |
| 2.6.3 水稻细条病的接种和调查 | 第54-55页 |
| 2.7 核酸操作及分子杂交分析 | 第55-56页 |
| 2.7.1 DNA抽提与Southern杂交分析 | 第55页 |
| 2.7.2 RNA抽提与Nouthern杂交分析 | 第55-56页 |
| 2.7.3 Western杂交分析 | 第56页 |
| 2.8 PCR、RT-PCR和定量REAL-TIME PCR分析 | 第56页 |
| 2.9 水稻内源激素的测定 | 第56-57页 |
| 2.9.1 水稻内源水杨酸含量的测定 | 第56-57页 |
| 2.9.2 水稻内源茉莉酸含量的测定 | 第57页 |
| 2.9.3 水稻内源乙烯含量的测定 | 第57页 |
| 2.10 外源信号分子和非生物胁迫处理 | 第57-58页 |
| 2.10.1 乙烯信号分子的处理 | 第57-58页 |
| 2.10.2 雌激素的处理 | 第58页 |
| 2.10.3 地塞米松的处理 | 第58页 |
| 2.11 台盼蓝和伊文思蓝染色检测细胞程序性死亡 | 第58-59页 |
| 2.12 OsMPK6蛋白的原核表达、磷酸化及其自磷酸化 | 第59页 |
| 2.13 IN-GEL激酶活性检测 | 第59页 |
| 2.14 酵母双杂交 | 第59-60页 |
| 2.15 转基因植株的ABA敏感性实验 | 第60页 |
| 2.16 脯氨酸含量的测定 | 第60-61页 |
| 2.17 可溶性糖含量的测定 | 第61页 |
| 2.18 凝胶阻滞(gel retardation assay) | 第61-66页 |
| 2.18.1 核蛋白的抽提 | 第61页 |
| 2.18.2 凝胶阻滞 | 第61-66页 |
| 3. 结果与分析 | 第66-125页 |
| 3.1 OsMPK6类病斑突变体的获得 | 第66-69页 |
| 3.1.1 筛选和鉴定OsMPK6类病斑突变体 | 第66-67页 |
| 3.1.2 类病斑突变体侧翼序列的分离和T-DNA插入的共分离分析 | 第67-69页 |
| 3.2 OsMPK6基因双向调控水稻抗病反应 | 第69-90页 |
| 3.2.1 病原物侵染调节OsMPK6基因的表达及其激酶活性 | 第69-70页 |
| 3.2.2 OsMPK6激酶活性与类病斑的形成直接相关 | 第70-73页 |
| 3.2.3 OsMPK6基因超量表达调控抗病反应和类病斑的形成 | 第73-76页 |
| 3.2.4 OsMPK6影响防卫相关基因的表达 | 第76-77页 |
| 3.2.5 OsMPK6基因影响水稻体内水杨酸和茉莉酸含量 | 第77-79页 |
| 3.2.6 类病斑的形成和抗病表型依赖于OsMPK6的亚细胞定位 | 第79-81页 |
| 3.2.7 OsMPK6基因在抗病反应中介导不同信号转导模式 | 第81-84页 |
| 3.2.8 OsMPK6基因调控水稻局部抗性和系统获得性抗性 | 第84-88页 |
| 3.2.9 OsMPK6蛋白的获得以及它的体外磷酸化实验 | 第88页 |
| 3.2.10 OsMPK6基因正向调控水稻对稻瘟病的抗性 | 第88-90页 |
| 3.3 酵母双杂交筛选于OsMPK6互作的蛋白 | 第90-93页 |
| 3.3.1 酵母双杂交筛选得到可能于OsMPK6互作的蛋白 | 第90-91页 |
| 3.3.2 酵母双杂交结果在抗病反应中的初步分析 | 第91-92页 |
| 3.3.3 超量表达OsMPK6互作的蛋白基因Y2H-17 | 第92-93页 |
| 3.4 OsMPK6直接调控水稻抗病相关基因OsWRKY13 | 第93-96页 |
| 3.4.1 酵母单杂交筛选到OsWrky13启动子互作蛋白 | 第93-94页 |
| 3.4.2 OsMPK6蛋白的分段原核表达 | 第94-95页 |
| 3.4.3 EMSA验证OsMPK6与PWrky13的结合 | 第95-96页 |
| 3.5 OsEDR1基因负调控水稻抗病反应 | 第96-119页 |
| 3.5.1 OsEDR1基因的分离鉴定和序列分析 | 第96页 |
| 3.5.2 OsEDR1基因在不同水稻品种中受病原菌诱导的表达模式分析 | 第96-97页 |
| 3.5.3 OsEDR1基因在不同组织部位中的表达模式分析 | 第97页 |
| 3.5.4 抑制OsEDR1基因形成类病斑并提高对白叶枯病的抗性 | 第97-99页 |
| 3.5.5 筛选和鉴定OsEDR1类病斑突变体 | 第99-101页 |
| 3.5.6 OsEDR1转基因植株抗病性和OsEDR1表达量共分离分析 | 第101-102页 |
| 3.5.7 抑制OsEDR1植株中细胞程序性死亡的检测 | 第102-103页 |
| 3.5.8 抑制OsEDR1增强水稻对白叶枯病菌的抗病性 | 第103-104页 |
| 3.5.9 超量表达OsEDR1引起植株早死现象 | 第104-105页 |
| 3.5.10 OsEDR1基因超量表达调控抗病反应 | 第105-106页 |
| 3.5.11 OsEDR1影响防卫相关基因的表达 | 第106-108页 |
| 3.5.12 ACS家族基因表达受病原菌诱导的表达模式分析 | 第108-110页 |
| 3.5.13 OsEDR1影响乙烯合成ACS家族基因表达 | 第110-111页 |
| 3.5.14 OsEDR1基因影响水稻体内水杨酸、茉莉酸和乙烯含量 | 第111-113页 |
| 3.5.15 乙烯处理可以部分恢复OsEDR1突变体表型 | 第113-114页 |
| 3.5.16 病原菌诱导水稻体内ACC含量变化 | 第114-115页 |
| 3.5.17 OsEDR1突变体受ACC和AVG处理后的表达模式 | 第115-117页 |
| 3.5.18 抑制OsEDR1基因降低水稻对稻瘟病的抗性 | 第117-118页 |
| 3.5.19 抑制OsEDR1基因提高水稻对细条病的抗性 | 第118-119页 |
| 3.6 OsEDR1基因调控水稻非生物胁迫 | 第119-125页 |
| 3.6.1 OsEDR1基因受干旱和ABA诱导表达 | 第119-120页 |
| 3.6.2 OsEDR1突变体植株ABA敏感性分析 | 第120-122页 |
| 3.6.2.1 OsEDR1突变体植株对ABA发芽敏感性分析 | 第120-121页 |
| 3.6.2.2 OsEDR1突变体苗期植株对ABA生长敏感性分析 | 第121-122页 |
| 3.6.3 OsEDR1基因调控水稻抗旱反应 | 第122-123页 |
| 3.6.4 OsEDR1突变体植株中可溶性糖和脯氨酸的含量分析 | 第123页 |
| 3.6.5 OsEDR1基因调控水稻幼苗对乙烯的反应 | 第123-125页 |
| 4. 讨论 | 第125-136页 |
| 4.1 OsMPK6介导两种不同类型的抗病反应 | 第125-130页 |
| 4.1.1 OsMPK6参与调控水稻局部抗性和系统获得性抗性 | 第125-127页 |
| 4.1.2 OsMPK6介导的防卫反应调控多个信号转导途径 | 第127-128页 |
| 4.1.3 OsMPK6介导的局部抗性需要细胞核内的磷酸化底物 | 第128-130页 |
| 4.2 OsEDR1介导的水稻基础免疫机制 | 第130-135页 |
| 4.2.1 抑制OsEDR1所介导的抗病反应依赖于SA和JA信号途径 | 第130-132页 |
| 4.2.2 OsEDR1调控着乙烯合成和水稻抗病反应之间的关系 | 第132页 |
| 4.2.3 OsEDR1调控着乙烯和PCD之间的关系 | 第132-135页 |
| 4.3 类病斑突变体在生产中的应用前景 | 第135-136页 |
| 5. 参考文献 | 第136-161页 |
| 附录A. 部分实验的详细操作程序 | 第161-165页 |
| Protocol 1:Extraction of total DNA with CTAB method | 第161页 |
| Protocol 2:TRIzol reagent RNA isolation method | 第161-162页 |
| Protocol 3:Reverse Transcription for RT-PCR and Real-time PCR | 第162-163页 |
| Protocol 4:In-gel Kinase Activity Assay | 第163页 |
| Protocol 5:Agrobacterium-mediated transformation | 第163-165页 |
| 附录B. 作者简介 | 第165-167页 |
| 致谢 | 第167页 |
